Content uploaded by Marek Foksinski
Author content
All content in this area was uploaded by Marek Foksinski on Apr 25, 2014
Content may be subject to copyright.
16 www.postepybiochemii.pl
Globalna hipometylacja DNA - znaczenie w procesie kancerogenezy
Jolanta Guz
Marek Foksiński
Ryszard Oliński
Katedra i Zakład Biochemii Klinicznej, Col-
legium Medicum im. Ludwika Rydygiera w
Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Kopernika
w Toruniu
Katedra i Zakład Biochemii Klinicznej, Col-
legium Medicum im. Ludwika Rydygiera w
Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Koperni-
ka w Toruniu, ul. Karłowicza 24, 85-092 Byd-
goszcz, tel. (52) 585 37 45, e-mail: jolaguz@
cm.umk.pl
Artykuł otrzymano 30 czerwca 2009 r.
Artykuł zaakceptowano 29 paździenika 2009 r.
Słowa kluczowe: metylacja cytozyny, hipo-
metylacja DNA, nowotwory, reaktywne formy
tlenu
Wykaz skrótów: 5-metdC — 5-metylo-2’-de-
oksycytydyna; 8-oksydG — 8-oksy-2’-deoksy-
guanozyna; 8-oksyGua — 8-oksyguania; CSB
– syntaza β-cystationowa; DNMT (ang. DNA
methyltransferase) — metylotransferaza DNA;
HERV — endogenne retrowirusy człowieka;
HPCE (ang. high performance capillary electro-
phoresis) — elektroforeza kapilarna; HPLC
(ang. high performance liquid chromatography)
— wysokosprawna chromatograa cieczowa;
LINE (ang. long interspersed nuclear elements) —
długie rozproszone elementy jądrowe; MBD
(ang. methyl-CpG binding domain) — domena
wiążąca metylo-CpG; MTR — syntaza metio-
ninowa; MTHFR — reduktaza metylenotetra-
hydrofolianowa; PCNA (ang. proliferating cell
nuclear antigen) — jądrowy antygen komórek
proliferujących; RFT — reaktywne formy tle-
nu; SINE (ang. short interspersed nuclear ele-
ments) — krótkie rozproszone elementy jądro-
we; THF — tetrahydrofolian
Podziękowania: Autorzy są partnerami sieci
doskonałości ECNIS (Environmental Cancer
Risk, Nutrition and Individual Susceptibility,
contract No 513943). Praca częściowo nanso-
wana w ramach projektu MNiSW nr 1021/6.
PR UE/2009/7.
STRESZCZENIE
Metylacja DNA odgrywa istotną rolę w regulacji ekspresji genów. Komórki nowotwo-
rowe wykazują zmiany w prolu metylacji DNA, identykowane jako lokalna hi-
permetylacja wysp CpG oraz globalna hipometylacja genomu. Hipometylacji ulegają licz-
ne sekwencje powtórzone i elementy transpozonowe, co może skutkować niestabilnością
chromosomową i wzrostem częstości mutacji. Poniższy artykuł jest próbą podsumowania
obecnego stanu wiedzy o roli mechanizmów epigenetycznych w nowotworach, szczególnie
związku hipometylacji DNA z procesem nowotworzenia.
WPROWADZENIE
Metylowana cytozyna jest ważnym epigenetycznym czynnikiem regulującym
ekspresję genów, którego obecność lub brak ma istotne znaczenie dla procesu
przekazywania informacji genetycznej. Uważa się, że aktywne transkrypcyjnie
regiony genomu charakteryzują się niską zawartością zmetylowanej cytozyny,
podczas gdy obecność metylowanych dinukleotydów CpG w obrębie regionów
promotorowych genów może skutkować zahamowaniem transkrypcji, brakiem
ekspresji tych genów, a co za tym idzie – utratą funkcji ich produktów [1]. Wa-
runkiem wyciszenia ekspresji genu wskutek metylacji DNA jest utworzenie od-
powiedniej struktury chromatyny. Tym samym, w epigenetycznych zjawiskach
regulacji ekspresji genów niemniej ważną rolę co metylacja DNA, odgrywają
kowalencyjne modykacje histonów, m.in. reakcje acetylacji i deacetylacji. W
przeciwieństwie do acetylacji, deacetylacja histonów prowadzi do kondensacji
chromatyny, która staje się niedostępna dla czynników transkrypcyjnych. Zwią-
zek metylacji DNA i modykacji histonów nie jest do końca poznany. Niemniej
w układzie tym istotną rolę odgrywają białka wiążące się do metylowanych se-
kwencji CpG (MBP, ang metyl-CpG binding proteins), jak i same metylotransfe-
razy DNA, które mogą przyłączać deacetylazy histonowe (HDAC) oraz białka
remodelujące chromatynę [2,3].
Wyniki wielu badań wskazują, że mechanizmy związane z epigenetyczną
kontrolą ekspresji genów odgrywają istotną rolę w patogenezie nowotworów.
Prol metylacji genomowego DNA w komórkach nowotworowych różni się od
obserwowanego w komórkach prawidłowych. W komórkach transformowa-
nych nowotworowo obserwuje się globalną hipometylację genomu oraz towa-
rzyszącą jej nadmierną metylację wysp CpG, które w prawidłowym genomie
nie ulegają metylacji [4-6]. Zarówno hipometylacja, jak i hipermetylacja DNA
wywierają określony efekt i mogą mieć wpływ na proces powstawania nowo-
tworu (Ryc. 1).
Warto wspomnieć, że zmieniony wzór metylacji DNA obserwuje się również
w niektórych chorobach autoimmunologicznych. Przykładem mogą być bada-
Rycina 1. Zmiany wzoru
metylacji genów kontro-
lujących cykl komórkowy
i różnicowanie w komór-
kach nowotworowych.
numer.indb 16 2010-03-08 22:37:43
Postępy Biochemii 56 (1) 2010 17
nia przeprowadzone u pacjentów z toczniem rumieniowa-
tym układowym (SLE, ang. systemic lapus erythromatosus), u
których stwierdzono globalną hipometylację w limfocytach
T [7,8].
ZMIANY WZORU METYLACJI DNA W
PROCESIE KANCEROGENEZY
Hipermetylacja wysp CpG może być związana z trans-
krypcyjnym wyciszeniem genów supresorowych oraz
genów naprawy DNA [9,10]. Hamowanie ekspresji tych
genów w konsekwencji pozbawia komórkę niezbędnych
ograniczeń w proliferacji, a także zmniejszona zostaje szan-
sa na przeprowadzenie ewentualnej śmierci apoptotycznej,
w której ważną rolę odgrywają geny supresorowe. Również
osłabienie wydajności naprawy DNA, wynikające z unie-
czynnienia genów kodujących białka uczestniczące w na-
prawie, może w istotny sposób zwiększać ryzyko rozwoju
nowotworu [4,5]. Wśród genów, w których zaobserwowano
zwiększony poziom metylacji sekwencji CpG w regionach
promotorowych współzależny od spadku ich ekspresji, są
m.in.: p14, p15, p16, GSTP1, APC, BRCA1, RB, VHL, RASS-
F1A, MGMT, hMLH1 [9-11].
Globalna hipometylacja DNA może wpływać na rozwój
nowotworu poprzez obniżenie stabilności chromosomów,
aktywację protoonkogenów oraz innych genów związa-
nych z inwazyjnością i metastazą nowotworu. Hipomety-
lacji ulegają głównie powtórzone sekwencje centromerowe
i telomerowe, a także sekwencje transpozonowe. W ko-
mórkach somatycznych i dojrzałych komórkach płciowych
większość transpozonów i retrosekwencji wykazuje wyso-
ki poziom metylacji [1,12]. Zmniejszenie stopnia metylacji
genomu może prowadzić do aktywacji transpozonów, po-
wodując ich transpozycję i rekombinację [13]. Z przemiesz-
czaniem transpozonów w obrębie genomu związane mogą
być zmiany w DNA, typu delecje, inwersje czy duplikacje
powodujące utratę funkcji lub wzmożoną ekspresję genów,
co w konsekwencji prowadzić może do obniżenia stabilno-
ści chromosomów.
Hipometylację sekwencji repetytywnych DNA satelitar-
nego (Satα, Sat2, Sat3) obserwowano w różnych typach no-
wotworów, m.in.: w nowotworach sutka, jajnika, nerek, wą-
troby [14]. Stwierdzono, że demetylacja DNA satelitarnego
współzależny od obniżonej zawartości 5-metylocytozyny w
DNA komórek rakowych [15]. Liczne dane doświadczalne
donoszą o obniżonej metylacji cytozyny także w powtórze-
niach rozproszonych LINE (długie rozproszone elementy
jądrowe, ang. long interspersed nuclear elements) oraz SINE
(krótkie rozproszone elementy jądrowe, ang. short inter-
spersed nuclear elements) reprezentowanych głównie przez
sekwencje Alu. Hipometylację w sekwencjach LINE-1 wy-
kazano w nowotworach pęcherza moczowego, stercza, jaj-
nika, wątroby, a także jelita grubego. Zmniejszony stopień
metylacji DNA w sekwencjach Alu obserwowano głównie
w komórkach nowotworów zarodkowych [12,14]. Kolejną
klasą retroelementów wykazujących hipometylację w ko-
mórkach transformowanych nowotworowo są endogenne
retrowirusy (HERV). Obniżoną metylację HERV stwier-
dzono m.in. w komórkach nowotworowych pęcherza mo-
czowego i jajnika [12,14]. Biorąc pod uwagę fakt, iż sateli-
tarne DNA stanowi 10% genomu, natomiast powtórzenia
rozproszone ok. 40-45% genomu, można przypuszczać, że
demetylacja sekwencji repetytywnych przyczynia się do
globalnej hipometylacji DNA obserwowanej w niektórych
komórkach nowotworowych.
Poza globalną hipometylacją genomu w nowotworach
człowieka obserwuje się hipometylację regionów promo-
torowych protoonkogenów. Uważa się, że hipometylacja
protoonkogenów może przyczyniać się do nadekspresji
tych genów i aktywacji ich produktów, a co za tym idzie
– nadmiernej proliferacji komórkowej [15]. Hipometylację
protoonkogenów wykazano w wielu ludzkich komórkach
nowotworowych, np. Ras w nowotworach jelita grubego i
płuc, c-Myc w raku wątrobowokomórkowym, raku pęche-
rza moczowego, raku jelita grubego, Erb-A1 w przewlekłej
białaczce limfatycznej [16,17].
Uważa się, że zmniejszenie stopnia metylacji DNA może
odgrywać również ważną rolę w procesie metastazy. W róż-
nych ludzkich nowotworach wykazano, że hipometylacja
DNA indukuje ekspresję genów, których produkty białko-
we zaangażowane są w proliferację, inwazyjność i zdolność
komórek nowotworowych do przerzutowania. Należą do
nich m.in.: urokinazowy aktywator plazminogenu (uPA)
[18-20], heparanaza [21,22], białko S100A4 wiążące wapń
[23].
GLOBALNA HIPOMETYLACJA DNA A NOWOTWORY
Istnieje wiele danych literaturowych, w których obniżony
poziom 5-metylocytozyny w komórkach nowotworowych
w stosunku do komórek prawidłowych, obserwowano w
różnych typach nowotworów ludzi i zwierząt. W badaniach
tych do oceny zawartości 5-metylocytozyny wykorzystuje
się różne metody bezpośrednie i pośrednie, takie jak: HPLC,
elektroforezę kapilarną (HPCE, ang. high performance capil-
lary electrophoresis), metodę immunohistochemiczną (IHC),
metodę wbudowywania znakowanych izotopowo [3H]
grup metylowych do DNA.
U szczurów z pierwotnym rakiem wątroby w tkankach
nowotworowych stwierdzono obniżoną metylację DNA o
ok. 20-45% w porównaniu z wątrobami zdrowych zwierząt.
Podobnie u chomików, u których indukowano nowotwór
nerek estrogenami odnotowano 11-24% spadek metylacji
DNA w guzie w stosunku do tkanki zdrowej [24].
W badaniach z wykorzystaniem metody HPLC, wyka-
zano 10-20% niższą zawartość 5-metylocytozyny w geno-
mach komórek różnych złośliwych nowotworów niż w
komórkach prawidłowych [15,24]. Hipometylację DNA
tkanek zmienionych nowotworowo w odniesieniu do DNA
odpowiadających im tkanek zdrowych wykazano m.in.:
w raku wątrobowo-komórkowym [25], raku żołądka [26],
raku stercza [27], raku sutka [28,29], nowotworach układu
krwiotwórczego, szczególnie w przewlekłej białaczce lim-
fatycznej [30].
Liczne badania poświęcone są analizie stopnia metylacji
DNA u chorych na nowotwory jelita grubego. W badaniach
wykorzystujących metodę immunohistochemiczną wyka-
numer.indb 17 2010-03-08 22:37:44
18 www.postepybiochemii.pl
zano niższy o 17-29% poziom metylacji cytozyny w DNA
gruczolakoraków jelita grubego niż w odpowiadających im
tkankach zdrowych [31]. Korzystając z metody elektrofore-
zy kapilarnej, Esteller i wsp. wykazali obniżoną zawartość
5-metylocytozyny w DNA komórek nowotworowych za-
równo u pacjentów ze sporadycznym, jak i dziedzicznym
rakiem jelita grubego [28]. Hipometylację DNA komórek
rakowych w porównaniu ze zdrowymi śluzówkami jeli-
ta grubego wykazano również stosując metodę opartą na
ocenie zdolności włączania znakowanych izotopowo [3H]
grup metylowych [32]. Podobne rezultaty zostały uzyskane
również w badaniach z wykorzystaniem techniki HPLC, w
których obserwowano niższy odsetek zmetylowanej cyto-
zyny w guzach nowotworowych w stosunku do zdrowych
fragmentów jelita grubego [33].
Hipometylację DNA odnotowano nie tylko w nowo-
tworach złośliwych, ale również w polipach jelita grubego.
Wykazano spadek poziomu 5-metylocytozyny w DNA izo-
lowanym z gruczolaków i gruczolakoraków jelita grubego
(o odpowiednio 8% i 10%) w stosunku do poziomu mety-
lacji DNA normalnej śluzówki osób zdrowych oraz brak
istotnych różnic między metylacją DNA guzów łagodnych
i złośliwych [15]. Obniżony poziom zmetylowanej cytozy-
ny obserwowano również w sąsiadujących z guzem frag-
mentach jelita grubego wolnych od zmian nowotworowych
[34]. W naszych niedawno opublikowanych badaniach do
porównania stopnia metylacji cytozyny w komórkowym
DNA osób zdrowych i chorych ze zdiagnozowanymi gru-
czolakorakami oraz polipami jelita grubego wykorzystano
dodatkowo DNA leukocytów krwi obwodowej. Zaobser-
wowano sekwencyjne obniżanie stopnia metylacji cytozyny
w kolejności: DNA leukocytów osób zdrowych, DNA leu-
kocytów pacjentów z polipami i nowotworami, DNA zdro-
wych tkanek jelita grubego, DNA tkanek nowotworowych.
Średnia zawartość 5-metdC w DNA leukocytarnym osób z
grupy kontrolnej (3,59%) była istotnie wyższa w stosunku
do grupy pacjentów z polipami (3,38%) oraz pacjentów z
nowotworami jelita grubego (3,40%) [33]. Wahlfors i wsp.
uzyskali podobną średnią zawartość zmetylowanej cyto-
zyny w DNA leukocytów osób zdrowych (3,68±0,41%), a
ponadto wykazali znacznie obniżoną zawartość 5-metdC
(2,71±0,46%) w DNA leukocytów pacjentów chorych na
przewlekłą białaczkę limfatyczną [30]. Dane te mogą suge-
rować, iż odsetek zmetylowanej cytozyny ulega znaczne-
mu zmniejszeniu, w komórkach które uległy transformacji
nowotworowej, ale jest również obniżony w DNA innych
komórek organizmu, nie objętych bezpośrednio procesem
nowotworowym. Obserwowany istotnie obniżony poziom
metylacji w DNA leukocytów chorych na nowotwory i u
pacjentów z polipami jelita grubego sugeruje, że hipome-
tylacja DNA jest zjawiskiem sygnalizującym wczesne etapy
powstawania nowotworu i może odgrywać istotną rolę w
inicjacji kancerogenezy.
Bariol i wsp. w swoich badaniach obserwowali wyższą
zawartość 5-metylocytozyny w DNA normalnej śluzówki
jelita grubego niż w DNA rozrostowych zmian jelita gru-
bego, zarówno łagodnych, jak i złośliwych. Nie stwierdzili
natomiast istotnych różnic pomiędzy stopniem metylacji
DNA polipów hiperplastycznych, małych gruczolaków
(<10mm), dużych gruczolaków oraz raków jelita grubego
[32]. W badaniach in vitro wykazali natomiast, że stopień
metylacji genomowego DNA stymulowanych limfocytów
jest odwrotnie zależny od tempa ich proliferacji. Podobną
zależność stwierdzili w komórkach polipów zarówno hi-
perplastycznych, jak i gruczolakowatych [32]. Rezultaty te
sugerują, że obniżona metylacja DNA w obu typach poli-
pów oraz nowotworach złośliwych w stosunku do metylacji
normalnej śluzówki może odzwierciedlać wzmożoną proli-
ferację komórkową. W tych samych badaniach nie odnoto-
wano zależności między stopniem demetylacji DNA tkanek
nowotworowych a stopniem zróżnicowania i zaawanso-
wania nowotworu, rozmiarem oraz umiejscowieniem guza
[32].
MOŻLIWE PRZYCZYNY HIPOMETYLACJI DNA
Mechanizm prowadzący do hipometylacji DNA u cho-
rych na nowotwory nie jest do końca wyjaśniony. Propono-
wanych jest kilka możliwości, m.in. niedobory prekursorów
S-adenozylometioniny czy kwasu foliowego w diecie lub
genetyczne zaburzenia w szlaku metabolicznym donorów
grup metylowych. Możliwe jest również, że hipometylacja
jest rezultatem dysfunkcji metylotransferaz lub deregulacji
enzymów demetylujących, jednak dane literaturowe w tej
kwestii nie są jednoznaczne. Utratę funkcji DNMT1, skut-
kującą demetylacją DNA, obserwowano w wielu ekspery-
mentach z użyciem inhibitorów metylotransferaz, takich jak
5-aza-2’-deoksycytydyna. Z doświadczeń prowadzonych
na myszach wynika, że obniżenie ekspresji genu Dnmt1
do 10% powoduje hipometylację sekwencji repetytywnych
genomu [35]. Brak jest jednak danych literaturowych wska-
zujących na bezpośredni związek pomiędzy obniżonym
poziomem DNMT1 a globalną hipometylacją genomu w
ludzkich nowotworach. W komórkach nowotworowych
najczęściej obserwuje się wzrost aktywności DNMT1, co
najprawdopodobniej związane jest z hipermetylacją wysp
CpG sekwencji promotorowych genów supresorowych
[1,14]. Również w przypadku białek uczestniczących w de-
metylacji DNA rezultaty badań są rozbieżne. Wysoką eks-
presję MBD2 powiązaną z demetylacją wysp CpG w regio-
nie promotorowym c-Erb-B2 wykazano w raku jajnika [36].
Również w raku sutka stwierdzono istotnie wyższy poziom
mRNA MBD2 niż w tkance prawidłowej [37]. W przypadku
raka płuc [38], raka żoładka i jelita grubego [39] obserwowa-
no jednak odwrotną zależność.
Wyniki wielu badań wskazują na zależność pomiędzy
prawidłowym wzorem metylacji DNA a zawartością w die-
cie takich składników, jak: metionina, cholina, kwas folio-
wy, witamina B12. Rezultaty doświadczeń prowadzonych
na zwierzętach dowodzą, że długotrwałe stosowanie diety
pozbawionej folianów i donorów grup metylowych skut-
kuje globalną hipometylacją genomowego DNA, a także
prowadzi do rozwoju nowotworu wątroby [35,40]. Global-
ną hipometylację DNA po zastosowaniu diety z niedobo-
rem folianów obserwowano także w ludzkich limfocytach
[24]. Podobnie obniżony poziom kwasu foliowego wraz z
hipometylacją DNA odnotowano w śluzówce jelita grube-
go chorych z nowotworami, jak i polipami, w komórkach
szyjki macicy z różnym stopniem dysplazji, w komórkach
raka płaskonabłonkowego płuc [41]. Badania epidemiolo-
giczne wskazują ponadto na odwrotną zależność pomiędzy
numer.indb 18 2010-03-08 22:37:44
Postępy Biochemii 56 (1) 2010 19
zawartością folianów w diecie a częstością zachorowania na
nowotwory, zwłaszcza raka jelita grubego [24]. Warto także
zauważyć, że obniżony stopień metylacji DNA wykazano w
przypadkach ekspozycji na niektóre związki chemiczne, jak
arsen, trichloroetylen, dietanolamina, alkohol [35].
Utrzymanie prawidłowego wzoru metylacji DNA zależy
od wystarczającej ilości grup metylowych, których dono-
rem jest nie tylko metionina pochodząca z diety, ale też z en-
dogennej, zależnej od folianów, resyntezy z homocysteiny.
Enzymem zaangażowanym w ten proces jest syntaza metio-
ninowa (MTR), a także reduktaza metylenotetrahydrofolia-
nowa (MTHFR), przekształcająca 5,10-metylenotetrahydro-
folian w 5-metylotetrahydrofolian, będący donorem grup
metylowych (Ryc. 2) [42]. Można przypuszczać, że mutacje i
polimorczne warianty genów kodujących enzymy uczest-
niczące w szlaku metabolicznym grup metylowych mogą
być odpowiedzialne za różnice w stopniu metylacji DNA
[42]. Mutacja w genie MTHFR (C677T) powoduje zamianę
reszty alaniny na resztę waliny w białku enzymatycznym,
co skutkuje jego obniżoną aktywnością. Paz i wsp. wyka-
zali obniżoną średnią zawartość 5-metylocytozyny w DNA
guzów nowotworowych w stosunku do odpowiadających
im tkanek zdrowych, a ponadto u chorych na nowotwory
z genotypem homozygotycznym MTHFR-677TT i hetero-
zygotycznym MTHFR-677CT obserwowali znacznie niższą
zawartość zmetylowanej cytozyny w DNA tkanek prawi-
dłowych w porównaniu z homozygotami MTHFR-677CC.
Również badania prowadzone na zdrowych ochotnikach,
wykazały hipometylację DNA leukocytarnego w genoty-
pach homozygotycznych MTHFR-677TT w porównaniu
z wariantem dzikim [43]. Inne wyniki badań wskazują, że
krótkotrwałe obniżenie zawartości kwasu foliowego w die-
cie nie jest wystarczające do zmiany stopnia metylacji DNA
leukocytów osób z genotypem MTHFR-677CC [44].
METYLACJA DNA A STRES OKSYDACYJNY
Komórka ulega transformacji nowotworowej wskutek
utraty kontroli nad procesami wzrostu i różnicowania, co
związane jest z nagromadzeniem mutacji w materiale ge-
netycznym komórki. Obecnie uważa się, że istotną rolę w
inicjacji, promocji oraz progresji kancerogenezy odgrywają
mechanizmy oksydacyjne. Proces powstawania nowotwo-
ru może mieć związek z uszkodzeniami DNA wywołany-
mi działaniem reaktywnych form tlenu (RFT), szczególnie
rodnika hydroksylowego (•OH), jednego z najsilniejszych
utleniaczy komórkowych. Jedną z najczęściej analizowa-
nych oksydacyjnie zmodykowanych zasad azotowych
DNA o właściwościach mutagennych jest 8-oksyguani-
na (8-oksyGua) [45,46]. Jeżeli w procesie replikacji DNA
naprzeciwko 8-oksyGua zostanie włączona adenina, to
po dwóch rundach replikacyjnych pojawi się transwersja
G→T. Transwersje GC→TA typowe dla błędnego parowa-
nia 8-oksyGua, są obserwowane in vivo, jako częste przyczy-
ny mutacji protoonkogenu Ras i genu supresorowego p53.
Na rolę jaką mogą odgrywać oksydacyjnie zmodykowane
zasady azotowe w procesie kancerogenezy wskazują wy-
niki badań, w których wykazano znacznie wyższy poziom
8-oksy-2’-deoksyguanozyny (8-oksydG) w tkankach nowo-
tworowych w porównaniu z obrzeżami wolnymi od zmian
nowotworowych [45].
Jest też możliwe, że zwiększony poziom 8-oksydG może
mieć związek ze zmienionym wzorem metylacji DNA i w
ten sposób wpływać na proces kancerogenezy [47]. W bada-
niach przeprowadzonych przez nasz zespół została wyka-
zana wysoce znamienna statystycznie ujemna korelacja po-
między poziomem 8-oksydG a stopniem metylacji cytozyny
w DNA leukocytów osób zdrowych [33]. W doświadcze-
niu in vitro, przy użyciu oligonukleotydów zawierających
8-oksydG, wykazano że obecność tej oksydacyjnie zmody-
kowanej zasady azotowej w sekwencjach CCGG hamuje
metylację sąsiadujących reszt cytozynowych [47,48]. Stwier-
dzono znacznie zmniejszoną zdolność metylowania cyto-
zyny przez ludzką metylotransferazę DNA, gdy 8-oksydG
występuje w odległości jednego lub dwóch nukleotydów po
stronie 3’ cytozyny w tej samej nici [48]. Można przypusz-
czać, że wzrost poziomu 8-oksydG w DNA może prowadzić
do kancerogenezy nie tylko z powodu właściwości muta-
gennych, ale także wpływając na proces metylacji cytozyny,
a przez to na ekspresję genów. Valinluck i wsp. wykazali
ponadto, że utlenienie guaniny w sekwencjach CpG znacz-
nie hamuje przyłączanie białek specycznie rozpoznających
metylowane CpG. Białka te nie tylko odgrywają rolę w ha-
mowaniu ekspresji genów, ale również posiadają zdolność
wiązania metylotransferaz DNA, deacetylaz histonowych i
innych białek zaangażowanych w remodelowanie chroma-
tyny [49].
5-Metylocytozyna, podobnie jak cztery podstawowe nu-
kleozydy DNA, w wyniku działania RFT, głównie rodnika
hydroksylowego, może ulegać oksydacyjnym modyka-
cjom. Reakcja 5-metylocytozyny z reaktywnymi formami
tlenu prowadzi do powstania wielu produktów, m.in. gliko-
lu 5-metylocytozyny, który jest niestabilnym intermediatem
i ulega deaminacji do glikolu tyminy, 5-hydroksymetylocy-
tozyny oraz 5-formylocytozyny, z których w reakcji deami-
nacji powstaje 5-hydroksymetylouracyl i 5-formylouracyl
(Ryc. 3) [50,51]. Wykazano też, że reaktywne formy tlenu
mogą modykować wyspy CpG, generując wiązania mię-
dzy 5-metylocytozyną a sąsiadującą guaniną, jak również
między cytozyną a guaniną [52,53]. Efektem końcowym
oddziaływania reaktywnych form tlenu na 5-metylocytozy-
nę może być obniżenie zawartości tej zmetylowanej zasady
w genomowym DNA utrwalane w kolejnych podziałach
komórkowych. Wykazano również, że oksydacyjna mody-
kacja 5-metylocytozyny do 5-hydroksymetylocytozyny
uniemożliwia metylację zachowawczą reszty cytozyny w
Rycina 2. Metabolizm donorów grup metylowych (zmodykowano wg [40]).
numer.indb 19 2010-03-08 22:37:44
20 www.postepybiochemii.pl
nici komplementarnej podczas replikacji. Wyniki te suge-
rują, że zredukowana aktywność DNMT1 w stosunku do
oksydacyjnie zmodykowanych metylowanych CpG może
stanowić jedną z przyczyn zmienionego wzoru metylacji
DNA obserwowanego w komórkach nowotworów człowie-
ka [54].
PODSUMOWANIE
Pomimo że mechanizmy epigenetyczne, zwłaszcza
przyczyny hipometylacji DNA, u chorych na nowotwory
nie zostały do końca wyjaśnione, to cechy nieprawidłowej
metylacji mogą mieć duże znaczenie kliniczne. Wyniki ba-
dań analizowane w tej pracy wskazują, że zmniejszenie za-
wartości zmetylowanej cytozyny związane jest z rozwojem
nowotworu. U pacjentów z chorobą nowotworową spadek
metylacji DNA jest charakterystyczny dla komórek, które
uległy transformacji nowotworowej, ale być może zachodzi
również w innych tkankach, nie objętych procesem nowo-
tworowym, m.in. w leukocytach krwi obwodowej. Możliwe
jest również, że stres oksydacyjny oraz oksydacyjne uszko-
dzenia DNA mogą być czynnikami wpływającymi na pro-
ces metylacji DNA.
PIŚMIENNICTWO
1. Wilson AS, Power BE, Molloy PL (2007) DNA hypomethylation and
human diseases. Biochim Biophys Acta 1775: 138-162
2. Ballestar E, Esteller M (2002) The impact of chromatin in human can-
cer: linking DNA methylation to gene silencing. Carcinogenesis 23:
1103-1109
3. D’Alessio AC, Szyf M (2006) Epigenetic tete-a-tete: the bilateral re-
lationship between chromatin modications and DNA methylation.
Biochem Cell Biol 84: 463-476
4. Watson RE, Curtin GM, Doolittle DJ, Goodman JI (2003) Progressive
alterations in global and GC-rich DNA methylation during tumorige-
nesis. Toxicol Sci 75: 289-299
5. Worm J, Guldberg P (2002) DNA methylation: an epigenetic pathway
to cancer and a promising target for anticancer therapy. J Oral Pathol
Med 31: 443-449
6. Clark SJ, Melki J (2002) DNA methylation and gene silencing in cancer:
which is the guilty party? Oncogene 21: 5380-5387
7. Ballestar E, Esteller M, Richardson BC (2006) The epigenetic face of
systemic lupus erythematosus. J Immunol 176: 7143-7147
8. Sekigawa I, Kawasaki M, Ogasawara H, Kaneda K, Kaneko H, Taka-
saki Y, Ogawa H (2006) DNA methylation: its contribution to systemic
lupus erythematosus. Clin Exp Med 6: 99-106
9. Esteller M (2002) CpG island hypermethylation and tumor suppressor
genes: a booming present, a brighter future. Oncogene 21: 5427-5440
10. Garinis GA, Patrinos GP, Spanakis NE, Menounos PG (2002) DNA hy-
permethylation: when tumour suppressor genes go silent. Hum Genet
111: 115-127
11. Verma M, Srivastava S (2002) Epigenetics in cancer: implications for
early detection and prevention. Lancet Oncol 3: 755-763
12. Schulz WA, Steinhoff C, Florl AR (2006) Methylation of endogenous
human retroelements in health and disease. Curr Top Microbiol Im-
munol 310: 211-250
13. Kazazian HH, Jr. (2004) Mobile elements: drivers of genome evolution.
Science 303: 1626-1632
14. Hoffmann MJ, Schulz WA (2005) Causes and consequences of DNA
hypomethylation in human cancer. Biochem Cell Biol 83: 296-321
15. Ehrlich M (2002) DNA methylation in cancer: too much, but also too
little. Oncogene 21: 5400-5413
16. Kisseljova NP, Kisseljov FL (2005) DNA demethylation and carcinoge-
nesis. Biochemistry (Mosc ) 70: 743-752
17. Szyf M (2003) DNA methylation and cancer therapy. Drug Resist
Updat 6: 341-353
18. Guo Y, Pakneshan P, Gladu J, Slack A, Szyf M, Rabbani SA (2002) Re-
gulation of DNA methylation in human breast cancer. Effect on the
urokinase-type plasminogen activator gene production and tumor in-
vasion. J Biol Chem 277: 41571-41579
19. Pakneshan P, Szyf M, Farias-Eisner R, Rabbani SA (2004) Reversal of
the hypomethylation status of urokinase (uPA) promoter blocks breast
cancer growth and metastasis. J Biol Chem 279: 31735-31744
20. Pakneshan P, Szyf M, Rabbani SA (2005) Hypomethylation of urokina-
se (uPA) promoter in breast and prostate cancer: prognostic and thera-
peutic implications. Curr Cancer Drug Targets 5: 471-488
21. Ogishima T, Shiina H, Breault JE, Terashima M, Honda S, Enokida
H, Urakami S, Tokizane T, Kawakami T, Ribeiro-Filho LA, Fujime M,
Kane CJ, Carroll PR, Igawa M, Dahiya R (2005) Promoter CpG hypo-
methylation and transcription factor EGR1 hyperactivate heparanase
expression in bladder cancer. Oncogene 24: 6765-6772
22. Ogishima T, Shiina H, Breault JE, Tabatabai L, Bassett WW, Enokida
H, Li LC, Kawakami T, Urakami S, Ribeiro-Filho LA, Terashima M,
Fujime M, Igawa M, Dahiya R (2005) Increased heparanase expression
is caused by promoter hypomethylation and up-regulation of trans-
criptional factor early growth response-1 in human prostate cancer.
Clin Cancer Res 11: 1028-1036
23. Rosty C, Ueki T, Argani P, Jansen M, Yeo CJ, Cameron JL, Hruban
RH, Goggins M (2002) Overexpression of S100A4 in pancreatic ductal
adenocarcinomas is associated with poor differentiation and DNA hy-
pomethylation. Am J Pathol 160: 45-50
24. Dunn BK (2003) Hypomethylation: one side of a larger picture. Ann N
Y Acad Sci 983: 28-42
25. Lin CH, Hsieh SY, Sheen IS, Lee WC, Chen TC, Shyu WC, Liaw YF
(2001) Genome-wide hypomethylation in hepatocellular carcinogene-
sis. Cancer Res 61: 4238-4243
26. Kaneda A, Tsukamoto T, Takamura-Enya T, Watanabe N, Kaminishi
M, Sugimura T, Tatematsu M, Ushijima T (2004) Frequent hypome-
thylation in multiple promoter CpG islands is associated with global
hypomethylation, but not with frequent promoter hypermethylation.
Cancer Sci 95: 58-64
27. Brothman AR, Swanson G, Maxwell TM, Cui J, Murphy KJ, Herrick J,
Speights VO, Isaac J, Rohr LR (2005) Global hypomethylation is com-
mon in prostate cancer cells: a quantitative predictor for clinical outco-
me? Cancer Genet Cytogenet 156: 31-36
28. Esteller M, Fraga MF, Guo M, Garcia-Foncillas J, Hedenfalk I, Godwin
AK, Trojan J, Vaurs-Barriere C, Bignon YJ, Ramus S, Benitez J, Caldes
T, Akiyama Y, Yuasa Y, Launonen V, Canal MJ, Rodriguez R, Capella
Rycina 3. Produkty reakcji 5-metylocytozyny z reaktywnymi formami tlenu.
numer.indb 20 2010-03-08 22:37:44
Postępy Biochemii 56 (1) 2010 21
G, Peinado MA, Borg A, Aaltonen LA, Ponder BA, Baylin SB, Herman
JG (2001) DNA methylation patterns in hereditary human cancers mi-
mic sporadic tumorigenesis. Hum Mol Genet 10: 3001-3007
29. Jackson K, Yu MC, Arakawa K, Fiala E, Youn B, Fiegl H, Muller-Hol-
zner E, Widschwendter M, Ehrlich M (2004) DNA hypomethylation is
prevalent even in low-grade breast cancers. Cancer Biol Ther 3: 1225-
1231
30. Wahlfors J, Hiltunen H, Heinonen K, Hamalainen E, Alhonen L, Jan-
ne J (1992) Genomic hypomethylation in human chronic lymphocytic
leukemia. Blood 80: 2074-2080
31. Hernandez-Blazquez FJ, Habib M, Dumollard JM, Barthelemy C, Ben-
chaib M, de Capoa A, Niveleau A (2000) Evaluation of global DNA
hypomethylation in human colon cancer tissues by immunohistoche-
mistry and image analysis. Gut 47: 689-693
32. Bariol C, Suter C, Cheong K, Ku SL, Meagher A, Hawkins N, Ward
R (2003) The relationship between hypomethylation and CpG island
methylation in colorectal neoplasia. Am J Pathol 162: 1361-1371
33. Guz J, Foksinski M, Siomek A, Gackowski D, Rozalski R, Dziaman T,
Szpila A, Olinski R (2008) The relationship between 8-oxo-7,8-dihydro-
2’-deoxyguanosine level and extent of cytosine methylation in leuko-
cytes DNA of healthy subjects and in patients with colon adenomas
and carcinomas. Mutat Res 640: 170-173
34. Suter CM, Martin DI, Ward RL (2004) Hypomethylation of L1 retro-
transposons in colorectal cancer and adjacent normal tissue. Int J Colo-
rectal Dis 19: 95-101
35. Pogribny IP, Beland FA (2009) DNA hypomethylation in the origin
and pathogenesis of human diseases. Cell Mol Life Sci 66: 2249-2261
36. Hattori M, Sakamoto H, Satoh K, Yamamoto T (2001) DNA demethy-
lase is expressed in ovarian cancers and the expression correlates with
demethylation of CpG sites in the promoter region of c-erbB-2 and su-
rvivin genes. Cancer Lett 169: 155-164
37. Billard LM, Magdinier F, Lenoir GM, Frappart L, Dante R (2002)
MeCP2 and MBD2 expression during normal and pathological growth
of the human mammary gland. Oncogene 21: 2704-2712
38. Sato M, Horio Y, Sekido Y, Minna JD, Shimokata K, Hasegawa Y (2002)
The expression of DNA methyltransferases and methyl-CpG-binding
proteins is not associated with the methylation status of p14(ARF),
p16(INK4a) and RASSF1A in human lung cancer cell lines. Oncogene
21: 4822-4829
39. Kanai Y, Ushijima S, Nakanishi Y, Hirohashi S (1999) Reduced mRNA
expression of the DNA demethylase, MBD2, in human colorectal and
stomach cancers. Biochem Biophys Res Commun 264: 962-966
40. McCabe DC, Caudill MA (2005) DNA methylation, genomic silencing,
and links to nutrition and cancer. Nutr Rev 63: 183-195
41. Johnson IT, Belshaw NJ (2008) Environment, diet and CpG island me-
thylation: epigenetic signals in gastrointestinal neoplasia. Food Chem
Toxicol 46: 1346-1359
42. Paz MF, Avila S, Fraga MF, Pollan M, Capella G, Peinado MA, San-
chez-Cespedes M, Herman JG, Esteller M (2002) Germ-line variants
in methyl-group metabolism genes and susceptibility to DNA methy-
lation in normal tissues and human primary tumors. Cancer Res 62:
4519-4524
43. Stern LL, Mason JB, Selhub J, Choi SW (2000) Genomic DNA hypo-
methylation, a characteristic of most cancers, is present in peripheral
leukocytes of individuals who are homozygous for the C677T poly-
morphism in the methylenetetrahydrofolate reductase gene. Cancer
Epidemiol Biomarkers Prev 9: 849-853
44. Axume J, Smith SS, Pogribny IP, Moriarty DJ, Caudill MA (2007) Glo-
bal leukocyte DNA methylation is similar in African American and
Caucasian women under conditions of controlled folate intake. Epige-
netics 2: 66-68
45. Olinski R, Gackowski D, Rozalski R, Foksinski M, Bialkowski K (2003)
Oxidative DNA damage in cancer patients: a cause or a consequence
of the disease development? Mutat Res 531: 177-190
46. Halliwell B (2007) Oxidative stress and cancer: have we moved for-
ward? Biochem J 401: 1-11
47. Franco R, Schoneveld O, Georgakilas AG, Panayiotidis MI (2008) Oxi-
dative stress, DNA methylation and carcinogenesis. Cancer Lett 266:
6-11
48. Cerda S, Weitzman SA (1997) Inuence of oxygen radical injury on
DNA methylation. Mutat Res 386: 141-152
49. Valinluck V, Tsai HH, Rogstad DK, Burdzy A, Bird A, Sowers LC
(2004) Oxidative damage to methyl-CpG sequences inhibits the bind-
ing of the methyl-CpG binding domain (MBD) of methyl-CpG binding
protein 2 (MeCP2). Nucleic Acids Res 32: 4100-4108
50. Zuo S, Boorstein RJ, Teebor GW (1995) Oxidative damage to 5-methyl-
cytosine in DNA. Nucleic Acids Res 23: 3239-3243
51. Pfeifer GP (2006) Mutagenesis at methylated CpG sequences. Curr
Top Microbiol Immunol 301: 259-281
52. Cao H, Wang Y (2007) Quantication of oxidative single-base and
intrastrand cross-link lesions in unmethylated and CpG-methylated
DNA induced by Fenton-type reagents. Nucleic Acids Res 35: 4833-
4844
53. Zhang Q, Wang Y (2005) Generation of 5-(2’-deoxycytidyl)methyl
radical and the formation of intrastrand cross-link lesions in oligode-
oxyribonucleotides. Nucleic Acids Res 33: 1593-1603
54. Valinluck V, Sowers LC (2007) Endogenous cytosine damage products
alter the site selectivity of human DNA maintenance methyltransfer-
ase DNMT1. Cancer Res 67: 946-950
Global DNA hipomethylation - the meaning in carcinogenesis
Jolanta Guz, Marek Foksiński, Ryszard Oliński
Department of Clinical Biochemistry, Nicolaus Copernicus University, Collegium Medicum in Bydgoszcz, 24 Karlowicza St., 85-092 Bydgoszcz,
Poland
e-mail: jolaguz@cm.umk.pl
Key words: cytosine methylation, DNA hypomethylation, cancers, reactive oxygen species
ABSTRACT
DNA methylation plays an important role in the regulation of gene expression. Tumor cells are characterized by alterations of DNA methyla-
tion pattern, namely local CpG island hypermethylation and genome wide hypomethylation. The hypomethylation of the genome affects
many repetitive sequences and transposable elements and is believed to results in chromosomal instability and increased mutations events.
In this review we summarize the current knowledge concerning epigenetic mechanisms related to cancer, especially the relationship of DNA
hypomethylation to carcinogenesis.
numer.indb 21 2010-03-08 22:37:44
