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Núm. 52: 117-133 Julio 2021 ISSN electrónico: 2395-9525
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Polibotánica
ISSN electrónico: 2395-9525
polibotanica@gmail.com
Instituto Politécnico Nacional
México
http://www.polibotanica.mx
GERMINACIÓN Y CRECIMIENTO DE
Echinocactus platyacanthus LINK &
OTTO (CACTACEAE)
GERMINATION AND GROWTH OF
Echinocactus platyacanthus LINK &
OTTO (CACTACEAE)
Gómez-Serrano, G.; Joel Martínez, M.L. Arreguín-Sánchez y F. García Ochoa.
GERMINACIÓN Y CRECIMIENTO DE Echinocactus platyacanthus LINK & OTTO
(CACTACEAE).
GERMINATION AND GROWTH OF Echinocactus platyacanthus LINK & OTTO
(CACTACEAE).
Instituto Politécnico Nacional
Núm. 52: 117-133 México. Julio 2021
DOI: 10.18387/polibotanica.52.9
Núm. 52: 117-133 Julio 2021 ISSN electrónico: 2395-9525
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GERMINACIÓN Y CRECIMIENTO DE Echinocactus platyacanthus LINK & OTTO (CACTACEAE)
GERMINATION AND GROWTH OF Echinocactus platyacanthus LINK & OTTO (CACTACEAE)
G. Gómez-Serrano / gosegaby2017@gmail.com
Departamento de Biofísica, Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales
Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas
Plan de Ayala y Carpio, Col. Santo Tomás, México, Ciudad de México, 11340
Joel Martínez
Facultad de Ciencias Químicas
Universidad Autónoma de San Luis Potosí
Av. Dr. Manuel Nava 6, San Luis Potosí, México, 78210
M.L. Arreguín-Sánchez
Departamento de Botánica, Laboratorio de Fanerógamas
Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas,
Plan de Ayala y Carpio, Col. Santo Tomás, México, Ciudad de México, 11340
F. García Ochoa
Departamento de Biofísica, Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales
Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas
Plan de Ayala y Carpio, Col. Santo Tomás, México, Ciudad de México, 11340
RESUMEN: Echinocactus platyacanthus es una cactácea endémica de México y es
una de las plantas más sobreexplotadas por sus propiedades alimenticias ya que de ella
se obtiene el dulce conocido como acitrón, presenta una amplia distribución en el país,
y no se cuenta con un plan de manejo que garantice la conservación in situ para la
producción de este dulce. Este taxón se encuentra catalogado como especie en posible
riesgo de extinción. En este trabajo se estudió la germinación in vitro y ex vitro además
de evaluar los efectos de los reguladores de crecimiento vegetal en respuesta al
crecimiento de E. platyacanthus bajo condiciones controladas. Se alcanzó un 70% de
germinación después de 28 días de la siembra en MS al 50% de su concentración
original, seguida de un 60% en tierra negra y de un 46% en tierra negra + agrolita. El
uso de la citocinina BAP en concentraciones de 0.5 mgL-1 y de la auxina ANA en
concentraciones de 5 mgL-1 en cultivos in vitro aceleraron el crecimiento de los
explantes apicales y basales obteniendo plántulas completas con tallas de hasta 1.8 cm
de altura y 2.25 cm de diámetro, con una biomasa fresca de 2.3 g en un lapso de 70 días
de cultivo después de la siembra de la semilla, por lo que la combinación de ambos
protocolos de germinación y crecimiento, ofrecen una alternativa para la obtención de
plántulas vigorosas en un tiempo corto para su posterior establecimiento en
invernadero y su futuro aprovechamiento en la elaboración de acitrón de manera
sustentable, contribuyendo así, a la protección de sus poblaciones in situ.
Palabras clave: Echinocactus platyacanthus, acitrón, germinación, crecimiento
acelerado, protección especial.
ABSTRACT: Echinocactus platyacanthus is an endemic cactus of Mexico and, this
plant, it is one of the most overexploited cacti, due to food characteristics, because
from this cactus it is obtained the sweet soft known as acitron, also this cactus is widely
Gómez-Serrano, G.;
Joel Martínez,
M.L. Arreguín-Sánchez
y F. García Ochoa
GERMINACIÓN Y
CRECIMIENTO DE
Echinocactus platyacanthus
LINK & OTTO
(CACTACEAE)
GERMINATION AND
GROWTH OF Echinocactus
platyacanthus LINK & OTTO
(CACTACEAE)
Instituto Politécnico Nacional
Núm. 52: 117-133. Julio 2021
DOI:
10.18387/polibotanica.52.9
Núm. 52: 117-133 Julio 2021 ISSN electrónico: 2395-9525
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distributed in Mexico, but a management plan has not been created yet, in order to guarantees
the in vitro sustainable use. In addition, it is important to note, that this specimen is listed as an
extinction species risk. Consequently, the goals in this work were develop a comparative study
between in vitro and ex vitro germination; in addition, to know the effects of the vegetal growth
regulators for E. platyacanthus with controlled conditions. In this work was obtained 70% of
germination after 28 days of cultivation after sowing enploying 50% MS from original
concentration, then 60% using black soil and 46% with black soil + agrolite. Regard to growth
regulators, the cytokinin BAP or auxin ANA with 0.5 mgL-1 concentration the in vitro culture
acelerated the growth of apical and basal explants with vigorous seedlings with height size up
to 1.8 cm, and diameter size of 2.25 cm, with fresh weight of 2.3 g in a period of 70 days of
cultivation after sowing; consequently, the use of both protocols of germination and growth
offers one alternative in short time for the production of vigorous seedling for later
establishment of this specimen in greenhouse for their future consumption and acitron
production, and contributing to specimens in situ protection.
Key words: Echinocactus platyacanthus, acitron, germination, accelerated growth, special
protection.
INTRODUCCIÓN
Las cactáceas son un grupo de plantas con características biológicas y ecológicas particulares
que las hacen vulnerables a diversos factores de perturbación naturales y humanos, además,
poseen tasas bajas de crecimiento y a menudo sus ciclos de vida son largos (Álvarez et al.,
2017); (Castañeda-Romero et al., 2016). Estas plantas se han convertido en un grupo sensible a
la extinción (Jiménez-Sierra et al., 2007). La familia Cactaceae presenta su máxima diversidad
e importancia en el territorio mexicano con alrededor de 670 especies, de las cuales cerca del
80% son endémicas (Talonia et al., 2014);(Jiménez-Sierra, 2011); no obstante, el
empobrecimiento biológico de las comunidades desérticas y semidesérticas de México es
causado por la extracción ilegal de ejemplares adultos completos y a la comercialización de su
parénquima para la elaboración del acitrón (Jiménez-Sierra & Eguiarte, 2010).
Echinocactus platyacanthus es endémica de México y también es conocida como biznaga tonel,
biznaga dulce o acitrón (Bravo Holis & Sánchez Mejorada, 1978); está ampliamente distribuida
en las zonas áridas del altiplano central, así como en los estados de Oaxaca y Puebla (Guzmán
et al., 2003). Sin embargo, la SEMARNAT en las últimas décadas ha incluido a esta especie en
la NOM-059, con el estatus de especie Pr–sujeta a protección especial (SEMARNAT, 2002), es
decir, es una especie con limitaciones en su aprovechamiento por tener poblaciones reducidas;
también, esta reportada en la Lista Roja de la Unión Internacional para la Conservación de la
Naturaleza y los Recursos Naturales (IUCN por sus siglas en inglés) en la categoría de “casi
amenazada”(Hernández et al., 2017), por lo que se considera importante conservar su
germoplasma mediante técnicas de propagación adecuadas como las de laboratorio.
El conocimiento de los procesos reproductivos así como la dinámica poblacional de especies
vegetales, permite mantener las estrategias de uso sustentable o de protección de estos recursos;
al respecto, se ha reportado la simulación del crecimiento poblacional proyectado a un tiempo
de 100 años para Echinocactus platyacanthus (Jiménez-Sierra & Matías Palafox, 2015), en este
estudio se determinó que es imposible llevar a cabo la permanencia de plántulas y los estadíos
de plántula a juvenil, así como de juvenil a adulto en condiciones naturales. En este sentido, es
importante mencionar que algunas zonas donde esta cactácea crece, se ha encontrado que sus
poblaciones son de tipo recesiva, por lo que tienen un mayor riesgo de extinguirse (Castañeda-
Romero et al., 2016). Al respecto, una alternativa de gran impacto y viabilidad para
micropropagar especies con importancia biológica, ecológica y económica son las técnicas de
cultivo in vitro con las que es posible controlar factores abióticos como humedad relativa,
fotoperiodo, pH, entre otros, con la finalidad de obtener un gran número de plantas a partir de
una o bien, de manera alterna, alcanzar porcentajes de germinación elevados, cuidando los
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factores que determinan este proceso biológico (Gómez-Serrano et al., 2010). La producción de
plántulas depende del método empleado para efectuar el proceso de germinación y del
conocimiento biológico que se tenga de la semilla. No obstante, existen especies que aún no
han sido examinadas para este proceso de producción y el conocimiento biológico es muy
limitado (Castillo Reyes et al., 2014).
Los reportes sobre germinación para la especie E. platyacanthus, se basan mayormente en la
aplicación de tratamientos pre-germinativos, por ejemplo, mediante el empleo de ácidos fuertes
(Rosas López, 2002); (Navarro et al., 2014), por inoculación con Bacillus spp., Trichoderma
spp., Glomus intraradices y Rizobacterias haloficas (Castillo Reyes et al., 2014), usando
semillas provenientes de la defecación de ganado caprino (Baraza & Fernández-Osores, 2013),
mediante ciclos de hidratación y deshidratación (Contreras Quiroz et al., 2016); o con el uso de
semillas vivíparas (Aragón-Gastélum et al., 2017).
Con respecto a la micropropagación, a través de la técnica de cultivo de tejidos vegetales son
escasos los estudios reportados y de manera general están dirigidos hacia la formación de brotes
(Rodríguez González, 2006).
Los propósitos de este trabajo fueron estudiar la germinación in vitro y ex vitro evaluando
también los efectos de los reguladores de crecimiento vegetal y acelerando la talla y la biomasa
de E. platyacanthus para la obtención de plántulas vigorosas, que puedan mantenerse
posteriormente en el invernadero como una alternativa sustentable y de conservación de las
poblaciones naturales.
MATERIALES Y MÉTODO
Durante el mes de septiembre del 2017, se recolectaron porciones del tallo globoso con parte de
las costillas, areolas y espinas, así como flores, frutos y semillas maduras de E. platyacanthus
en el cerro de los Ramírez en la Localidad de San Antonio, Municipio de Tecozautla, Hidalgo,
México, en las coordenadas (20° 33’ 16.25760’’ LN y -99° 44’22.0020’’ LW), a una altitud de
1793 m (Fig. 1). El suelo que predomina en esta zona es feozem háplico y calcárico, xerosol
háplico con litosol y regosol éutrico (Rojas et al., 2013). La vegetación que se observó en el
lugar de la recolecta, está conformada principalmente por matorral xerófilo con biznagas
Ferocactus latispinus (Haw.) Britton y Rose; pitaya Isolatocereus dumortieri (Scheidw.)
Backeb.; huizache Acacia farnesiana (L.) Willd.; maguey Agave americana L., A. lechuguilla
Torr., A. striata Zucc.; nopal Opuntia joconostle A. AC Weber, O. tomentosa Salm-Dyck; pirul
Schinus molle L. y pino Pinus cembroides Zucc. (Fig. 2). Los materiales vegetales recolectados
se prensaron y se llevaron al Laboratorio de Fanerógamas de la Escuela Nacional de Ciencias
Biológicas del Instituto Politécnico Nacional (ENCB), donde se eliminó la mayor cantidad del
parénquima de reserva de las muestras del tallo y se colocaron en una secadora botánica al igual
que las flores y algunos frutos. Las semillas que expulsaban los frutos maduros no se incluyeron
a la secadora, estos se guardaron en bolsas negras que fueron las que se utilizaron para el
experimento de germinación.
Los materiales recolectados contenían frutos amarillentos, elipsoidales a globosos, de 4 a 7 cm
de largo, cubiertos con tricomas y escamas, eran secos o semicarnosos con dehiscencia
irregular, caracteres que corresponden a un tipo de frutos llamado cápsula (Kesseler & Stuppy,
2014). Las semillas medían de 1.6 a 2.5 mm de largo, ampliamente ovadas a globulosas, testa
negra a pardo oscura con tonos castaños, brillantes y reticuladas, típicas de Cactaceae (Niembro
Rocas, 1989). Cuando los frutos de estas plantas están maduros es fácil reconocerlos, debido a
que las cápsulas se abren y dejan salir las semillas, lo que indica la madurez en este órgano y de
los elementos seminales (Fig. 3).
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Fig. 1. Mapa de la zona de recolecta San Antonio Tecozautla, Hidalgo.
Fig. 2. Vegetación actual del cerro de los Ramírez.
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Fig. 3. Biznaga tonel con frutos conteniendo semillas.
Las plantas recolectadas ya secas se colocaron en una cámara con cloroformo por 48 h para
detener el desarrollo de huevecillos u organismos vivos de insectos o esporas de hongos.
Después el material se identificó, etiquetó y el mejor espécimen se cosió en una cartulina bristol
con las medidas convencionales para los herbarios, posteriormente se colocó el ejemplar
seleccionado dentro de una bolsa de plástico y se metió en un congelador Tappan a -20° C por
72 h antes de incorporarlo al herbario (ENCB). Para la identificación de los ejemplares
recolectados se utilizaron documentos especializados como el de la Flora del Valle de
Tehuacán-Cuicatlán (Arias et al., 2012) y el de las cactáceas ornamentales del desierto
Chihuahuense (Villavicencio-Gutiérrez et al., 2010), finalmente el ejemplar fue depositado en
la colección del herbario para formar parte del acervo (Fig. 4).
Fig. 4. Echinocactus platyacanthus Link & Otto.
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Germinación de las semillas
In vitro.
Las semillas recolectadas en el campo se lavaron con agua y detergente en polvo de la marca
ROMA® y se desinfectaron superficialmente con etanol (C2H5OH) al 70% v/v durante un min,
seguido de una inmersión por 15 min en una solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 1.5%
de cloro activo (Cl2) y tres lavados con agua destilada estéril. Las semillas se remojaron con
agua destilada durante 24 h (tratamiento pre-germinativo) y se colocaron en frascos de vidrio
con 20 mL de medio nutritivo MS al 50% de su concentración original (15 gL-1 de sacarosa y 7
gL-1 de agar como agente gelificante, manteniendo un pH de 5.8). Se depositaron 25 semillas
en cada frasco y se registró el porcentaje de germinación al término del experimento, se
consideró que la germinación inicia cuando emerge la radícula. Todos los frascos se
mantuvieron durante cuatro semanas en un cuarto de cultivo con un fotoperiodo de 16 h de luz
y 8 h de oscuridad a una temperatura entre 23 °C y 25 °C, con una intensidad luminosa de 364
µmol m-2s-1. Los experimentos se realizaron por triplicado.
Ex vitro.
Para la germinación ex vitro, se utilizaron semillas que se desinfectaron con el método descrito
anteriormente, estas se remojaron en agua destilada estéril durante 24 h (tratamiento pre-
germinativo). Las semillas se sembraron en charolas de plástico homogéneas, cada una con 25
semillas en cuatro sustratos diferentes previamente esterilizados: tierra negra + tezontle +
agrolita (S1), tierra negra + agrolita (S2), tierra negra (S3) y tierra del sitio de recolecta (S4).
Las semillas se sembraron superficialmente y se registró el porcentaje de germinación al final
de las cuatro semanas, se consideró que esta inicia cuando emerge la radícula. Todas las
charolas se mantuvieron en un cuarto de cultivo con un fotoperiodo de 16 h de luz y 8 h de
oscuridad, en un rango de temperatura entre 23 °C y 25°C con una intensidad luminosa de 364
µmol m-2s-1 y riego de una vez a la semana. Los experimentos se realizaron por triplicado.
Promoción de crecimiento in vitro
Para este experimento se llevó a cabo un diseño factorial de cuatro medios de crecimiento,
empleando como base MS al 100% y con diferentes combinaciones de reguladores,
conservando la relación de 10:1 de auxinas y citocininas: M1: 0.5 mgL-1 de 6-
Bencilaminopurina (BAP); M2: 5 mgL-1 de ácido 1-naftalenacético (ANA) + 0.5 mgL-1 de
BAP; M3: 5 mgL-1 de ANA y M4: MS al 100% sin reguladores de crecimiento como control
(Gómez-Serrano et al., 2010).
Las plántulas obtenidas de la germinación in vitro se seccionaron transversalmente y se
obtuvieron explantes apicales y basales de aproximadamente 0.5 cm de altura, los cuales se
colocaron en cada frasco de vidrio con los medios descritos anteriormente, colocando en cada
frasco 10 explantes, 5 apicales y 5 basales. Todos los frascos contenían 20 mL de medio con 30
gL-1 de sacarosa, 7 gL-1 de agar como agente gelificante, manteniendo un pH de 5.8 y se
colocaron en un cuarto de cultivo con un fotoperiodo de 16 h de luz y 8 h de oscuridad, en un
rango de temperatura de 23 °C a 25 °C y una intensidad luminosa de 364 µmol m-2s-1. Los
experimentos se realizaron por triplicado y al cabo de seis semanas se tomaron medidas de
altura y diámetro empleando un calibrador vernier Mitutoyo, modelo 530-101 con un error
instrumental de + 0.05 mm, la biomasa fresca se registró mediante una balanza digital OHAUS,
modelo PR124 con una resolución de 0.0001 g.
Análisis estadístico
Para la comparación de medias en el experimento de germinación se utilizó la prueba de Tukey
con p < 0.05 para considerar diferencia significativa entre los porcentajes finales de
germinación (Wong González, 2010). Se utilizó el software estadístico MINITAB® 20.2.
El diseño experimental que se aplicó en el experimento de crecimiento acelerado fue el diseño
completamente aleatorizado con un criterio de clasificación conocido como ANOVA de una
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vía. Para la comparación de medias se empleó la prueba de Dunnet con un valor p < 0.05 para
considerar que hubo diferencias significativas (Wong González, 2010). Se utilizó el software
estadístico MINITAB® 20.2.
RESULTADOS
Germinación de semillas
Las plántulas germinadas en condiciones in vitro se observaron libres de contaminación y de
oxidación con un color verde uniforme (Fig. 5a); las plántulas germinadas ex vitro presentaron
oxidación y resultó difícil controlar la contaminación por hongos después de la cuarta semana
(Fig. 5b). En ambos casos presentaron una germinación epígea que comenzó entre la segunda y
tercera semana respectivamente, la cual inicia con el rompimiento de la testa (Fig. 5c),
posteriormente, surge la raíz primaria, el hipocotilo y la parte inferior de los cotiledones; el
epicotilo es más pequeño con respecto al hipocotilo y con presencia de areolas separadas con
algunos tricomas microscópicos. La testa de la semilla es removida por el alargamiento gradual
de los cotiledones, que son carnosos, poco separados entre sí, además, presentan un contorno
lanceolado y ápice agudo (Osca Lluch, 2019). A la cuarta semana el epicotilo es
microscópicamente visible y se empieza a formar un tallo alargado con el ápice redondeado
(Fig. 5d).
Fig. 5. Germinación de Echinocactus platyacanthus: a) in vitro b) ex vitro c) germinación epígea
d) aspecto de una plántula de cuatro semanas.
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El porcentaje de germinación más alto se obtuvo en MS al 50%, donde se alcanzó un 70% de
germinación después de 28 días de cultivo, seguida de un 60% en el sustrato S3 conformado
por tierra negra y un 46% en el sustrato S2 compuesto por tierra negra y agrolita; el menor
porcentaje de germinación se obtuvo en el sustrato 1 conformado por la mezcla de tierra negra,
tezontle y agrolita (Tabla 1).
Tabla 1. Porcentajes de germinación de Echinocactus platyacanthus en diferentes sustratos.
In vitro
Ex vitro
MS 50%
Sustrato 1
Sustrato 2
Sustrato 3
Sustrato 4
70 + 2.83 a
2 + 2.83 c
46 + 14.1 a,b
60 + 0 a,b
28 + 11.31 b,c
MS al 50%: medio de cultivo de Murashige y Skoog al 50% de su concentración original, S1:
tierra negra + tezontle + agrolita, S2: tierra negra + agrolita, S3: tierra negra, S4: tierra del sitio
de recolecta. Las medias que no comparten una letra tienen diferencias significativas (p < 0.05).
Fig. 6. Comparación de medias de porcentajes de germinación de Echinocactus platyacanthus con la prueba de
Tukey (p < 0.05). Si un intervalo no contiene cero, las medias correspondientes son significativamente diferentes.
El análisis estadístico reveló que las diferencias encontradas entre los porcentajes de
germinación obtenidos en MS al 50% con respecto a los obtenidos en S1 (tierra negra + tezontle
+ agrolita) y S4 (tierra del sitio de recolecta) fueron significativamente diferentes; así como los
porcentajes encontrados en el S1 (tierra negra + tezontle + agrolita) con respecto a S2 (tierra
negra + agrolita) y S3 (tierra negra) (Fig. 6).
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Promoción de crecimiento in vitro
Después de seis semanas de cultivo, todos los explantes apicales que estuvieron en contacto con
reguladores de crecimiento, presentaron visiblemente un aumento en su diámetro y altura con
respecto al control, los tallos desarrollaron una forma alargado-globoso, carnoso, con cuatro
costillas con areolas, tricomas y espinas duras de color rojizo que sobresalen de la areola (Fig.
7a,7b y 7c); todos los explantes desarrollaron raíces y algunos presentaron un callo no
morfogenético de color café.
En la tabla 2 observamos que el análisis estadístico muestra diferencias significativas en los
diámetros de los explantes apicales que crecieron en el M1 con respecto al control, alcanzando
una longitud promedio de 0.94 cm; en cuanto a la altura, los explantes apicales que crecieron en
los medios M2 y M3 resultaron significativamente diferentes con respecto al control,
alcanzando tallas promedio de 1.747 cm y 1.783 cm respectivamente; para la variable de
biomasa fresca, los explantes apicales mostraron diferencias significativas en todos los medios
probados (M1, M2 y M3) con respecto al control, registrándose pesos promedio de 0.5654 g,
0.4708 g y 0.4914 g respectivamente en un periodo de 6 semanas. Con relación a los explantes
basales, se observó un ligero incremento en el diámetro, pero este no resulto significativo con
respecto al control en ninguno de los medios probados; en cuanto a la altura solo los que
crecieron en el M3 el aumento de esta variable fue significativo, alcanzando una talla promedio
de 1.047 cm; con respecto a los explantes basales que crecieron en el M1 tuvieron un aumento
significativo en cuanto a su biomasa fresca alcanzando un peso promedio de 0.2552 g.
Fig. 7. Crecimiento in vitro de E. platyacanthus en: a) M1 (BAP 0.5 mgL-1), b) M2 (ANA 5 mgL-1+BAP 0.5 mgL-1),
c) M3 (ANA 5 mgL-1) y d) M4 (MS 100%). ap: explantes apicales, bs: explantes basales.
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Tabla 2. Diámetro, altura y biomasa promedio de Echinocactus platyacanthus de 6 semanas de edad en 4 medios
diferentes de crecimiento.
Explante
Variable
Medio 1
BAP (0.5 mgL-1)
Medio 2
BAP (0.5 mgL-1)
+
ANA (5 mgL-1)
Medio 3
ANA (5 mgL-1)
Control
MS 100%
Apical
Diámetro
(cm)
0.94+0.6983 b
0.7533+0.2074 a
0.7033+0.1778 a
0.49+0.1713 a
Altura
(cm)
1.285+0.2583 a
1.747+0.5899 b
1.783+0.6326 b
0.9133+0.3916 a
Biomasa
fresca
(g)
0.5654+0.6913 b
0.4708+0.3256 b
0.4914+0.257 b
0.1294+0.1049 a
Basal
Diámetro
(cm)
0.545+0.1092 a
0.4667+0.2273 a
0.4833+0.09574 a
0.4+0.1323 a
Altura
(cm)
0.97+0.2616 a
0.79+0.3879 a
1.047+0.3749 b
0.678+0.2131 a
Biomasa
fresca
(g)
0.2552+0.1171 b
0.1872+0.1439 a
0.193+0.1096 a
0.1084+0.1096 a
Se reporta la media +/- la desviación estándar. Las medias que no comparten una letra tienen
diferencia significativa con respecto al control a nivel p < 0.05 según prueba de Dunnet.
Fig. 8. Comparación de: a) diámetro apical; b) altura apical; c) peso apical en diferentes medios de cultivo M1:
0.5mgL-1 BAP; M2: 5mgL-1 ANA + 0.5 mgL-1 BAP; M3:5 mgL-1 ANA y M4: MS al 100% sin reguladores como
control. La altura de la barra representa la media con desviación estándar. Las barras que no comparten la misma
letra son significativamente diferentes con respecto al control.
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Fig. 9. Comparación de: a) diámetro basal; b) altura basal; c) peso basal en diferentes medios de cultivo M1:
0.5mgL-1 BAP; M2: 5mgL-1 ANA + 0.5 mgL-1 BAP; M3:5 mgL-1 ANA y M4: MS al 100% sin reguladores como
control. La altura de la barra representa la media con desviación estándar. Las barras que no comparten la misma
letra son significativamente diferentes con respecto al control.
En la figura 8a y 8c se puede observar que la citocinina BAP en una concentración de 0.5 mgL-1,
promovió un incremento significativo en los factores de diámetro y biomasa fresca de todos los
explantes apicales con respecto al control; también la citocinina BAP tuvo efecto sobre el
aumento de biomasa fresca en los explantes basales (Fig. 9c). Cuando la citocinina BAP se
combinó con la auxina ANA en una concentración de 0.5 mgL-1 y 5 mgL-1 respectivamente, se
observó una ganancia significativa en la altura y biomasa fresca en los explantes apicales (Fig.
8b y 8c) y cuando la auxina ANA actuó sola en concentraciones de 5 mgL-1 tuvo un efecto
significativamente estadístico en altura (Fig. 8b) y biomasa fresca de explantes apicales (Fig.
8c); en lo que respecta a los explantes basales solo se obtuvo un efecto significativo en la altura
(Fig. 9b).
DISCUSIÓN
La respuesta germinativa proporciona la base para elaborar un programa de manejo sustentable
de cualquier recurso vegetal (Ruiz Barrera, 2012), por lo que es importante generar
experimentos que consigan este fin. Además, se debe de tomar en cuenta que los factores
importantes en la germinación de muchas especies son la luz, la humedad y la temperatura
(Sánchez Soto et al., 2010).
En este trabajo se contempló la aplicación de un tratamiento pre-germinativo para la semilla ya
que es un factor determinante para la germinación, y este proceso es capaz de activar la semilla
de un organismo seco, inactivo y latente (Contreras Quiroz et al., 2016). En este sentido, la
imbibición en agua de las semillas de Echinocactus platyacanthus durante un periodo de 24 h
fue suficiente para alcanzar porcentajes altos de germinación que van del 46% al 70% (Tabla 1)
lo cual coincide con lo expuesto en investigaciones previas (Godínez-Alvarez & Valiente-
Banuet, 1998); (Secorun & de Souza, 2011); (Bauk et al., 2017), donde se ha reportado la
experimentación con varias cactáceas, que la imbibición de las semillas en agua promueven el
ablandamiento de la testa y de esta manera la radícula pueda emerger, debido a que el grosor de
la testa no es muy grande y tiene una baja permeabilidad.
Es importante comentar que en varias especies de cactáceas, las semillas requieren de luz para
poder germinar (Rodríguez-Ortega et al., 2006) y, de acuerdo con los autores anteriores, los
mayores porcentajes de germinación se obtienen a un intervalo de temperatura entre 25 C y 30
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C (Barrios et al., 2020); (Meiado et al., 2016); (Seal et al., 2017); (Bauk et al., 2017); (Loza
Cornejo et al., 2012). También, en la bibliografía consultada se menciona que el porcentaje
disminuye hasta un 50%, si la temperatura se ubica en 17 C o en 34 C, siendo 25 °C la
temperatura óptima para E. platyacanthus (De La Barrera & Nobel, 2003); (Rojas-Aréchiga et
al., 1998); (Sánchez Soto et al., 2010). En este trabajo se utilizó un rango de temperatura de 23
C a 25 ºC en todos los experimentos, el cual fue proporcionado por lámparas fluorescentes
(364 µmol m-2s-1), las cuales combinadas con un fotoperiodo de 16 h luz/8 h oscuridad,
proporcionaron las condiciones óptimas para la germinación y crecimiento adecuado de plantas
de E. platyacanthus tal y como se obtuvo para Acourtia cordata (Gómez-Serrano et al., 2010),
así como para Gymnocalycium monvilley (Bauk et al., 2017); y Ferocactus histrix y
Mammillaria uncinata (Loza Cornejo et al., 2012).
De acuerdo a la Tabla 1, el mayor porcentaje de germinación obtenido para E. platyacanthus, es
el que se llevó a cabo en condiciones in vitro, lo cual puede ser debido a la mayor cantidad de
nutrientes y un rico contenido de sales proporcionados por el medio MS (Clayton et al., 2019);
(Cassells & Curry, 2001), los cuales permiten el crecimiento y un mejor desarrollo de una
planta, al contener una menor cantidad de solutos y propiciar una mayor hidratación, por lo
tanto cumple con las características apropiadas para que germinen y se cultiven una gran
cantidad de tejidos de diferentes especies. Además los cultivos in vitro son sistemas cerrados,
que no requieren de cuidados adicionales (Rosas López, 2002) como el uso de fungicidas que
controlen el crecimiento de hongos en tierra cuando el riego es excesivo.
Se ha reportado en la literatura para E. platyacanthus altos porcentajes de germinación (88%)
empleando escarificación química como tratamiento pre-germinativo (Rosas López, 2002), en
MS al 50% en 34 días. En esta investigación el porcentaje de germinación obtenido fue del 70% de
germinación en 28 días con el mismo medio, pero sin escarificación química ya que se
considera que los ácidos fuertes con tiempos de exposición altos pueden dañar al embrión.
Además, es conocido que los frutos junto con las semillas de E. platyacanthus no son carnosos,
en este sentido es difícil que un animal los ingiera y, de esta forma, la posibilidad de que las
semillas sean escarificadas en su tracto digestivo disminuye (Godínez-Alvarez & Valiente-
Banuet, 1998).
Con respecto a la germinación ex vitro, en trabajos previos se obtuvieron del 61% al 94% de
germinación en una mezcla de tierra de hoja más arena y tepojal, con la misma mezcla, pero
con tierra negra se obtuvo el 24% de germinación con escarificación previa. (Navarro et al.,
2014). En este trabajo se obtuvo un 60% de germinación en el sustrato conformado por tierra
negra (S3) sin escarificación y con un remojo de 24 h, seguido de un 2%, 40% y 28% en los
sustratos S1, S2 y S4 respectivamente, esto puede deberse a la riqueza de nutrientes que aporta
la tierra negra y a la mayor cantidad de agua que retiene.
En cuanto al crecimiento de las cactáceas, se ha descrito que estas plantas son muy sensibles en
las primeras etapas de su desarrollo y, el establecimiento de nuevos individuos puede ser nulo
en muchos años, por lo que el empleo de técnicas de cultivo de tejidos vegetales representa una
alternativa para reducir el tiempo de propagación (Rosas López, 2002). Así, en el cultivo de
tejidos vegetales es bien conocido que las citocininas y las auxinas son los reguladores de
crecimiento vegetal más empleados (Stepan Sarkissian, 1990), estimulando, inhibiendo o
modificando diversos procesos fisiológicos de las plantas. En la literatura se ha reportado el uso
de BAP en concentraciones mayores a 1 mgL-1 para promover brotación en E. platyacanthus
(Rodríguez González, 2006); (Pérez et al., 1998); (Clayton et al., 2019); sin embargo en este
trabajo se encontró que el empleo de este regulador en concentraciones menores tiene un efecto
en el aumento de talla y biomasa de los explantes de esta especie.
Al analizar la Tabla 2 se encontró que el uso de la citocinina BAP en una concentración de 0.5
mgL-1 y de la auxina ANA en una concentración de 5 mgL-1 en cultivos in vitro de E.
platyacanthus promovieron un incremento significativo de las tallas de los explantes apicales
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y de algunos explantes basales, dependiendo de la presencia de uno o ambos reguladores de
crecimiento en los medios; lo cual coincide con lo reportado en trabajos previos en los que se
encontró que estos reguladores del crecimiento dan lugar al alargamiento celular, crecimiento y
espesor de tallos y están involucrados en el tropismo, así como la diferenciación de raíces
(Vázquez, 2016); (Fakhrai & Fakhrai, 1990); (Pérez et al., 1998); (Santos-Díaz et al., 2003).
Está bien documentado que las cactáceas tienen ciclos de vida muy largos con tasas de
crecimiento lentos y alta especificidad ambiental (Téllez-Román et al., 2017); sin embargo en
esta investigación se obtuvieron plántulas de E. platyacanthus con tallas más grandes que los
controles, triplicando su altura, quintuplicándo su diámetro y aumentando 18 veces más su
biomasa fresca en un lapso de 42 días de cultivo. Cabe mencionar que todos los explantes
generaron raíces; incluso los que estuvieron creciendo en MS basal sin reguladores de
crecimiento, lo cual suele presentarse en varias especies de cactáceas pero en un desarrollo
posterior de estas, puede haber diferencias en la morfología o en la frecuencia de enraizamiento
en las raíces desarrolladas con auxinas (Clayton et al, 1990), por lo que este protocolo de
crecimiento in vitro, representa una alternativa biotecnológica para la especie en estudio.
CONCLUSIONES
Se obtuvieron altos porcentajes de germinación in vitro y ex vitro para Echinocactus
platyacanthus, 70% en MS a la mitad de su concentración original, 60% en tierra negra y 46%
en una mezcla de tierra negra+agrolita, después de 28 días de la siembra de la semilla.
El uso de la citocinina BAP en concentraciones de 0.5 mgL-1 y de la auxina ANA en
concentraciones de 5 mgL-1 de manera aisladas o combinadas en cultivos in vitro aceleraron el
crecimiento de los explantes apicales y basales, obteniendo plántulas vigorosas con tallas de
hasta 1.8 cm de altura y 2.25 cm de diámetro, con un peso fresco de 2.3 g en un lapso de 70 días
de cultivo después de la siembra de las semillas.
La combinación de los protocolos de germinación y crecimiento in vitro, ofrecen una
alternativa para la obtención de plántulas vigorosas para su posterior establecimiento en
invernadero y su futuro aprovechamiento en la elaboración de acitrón de manera sustentable,
contribuyendo así, a la protección de sus poblaciones in situ.
AGRADECIMIENTOS
Los autores agradecen al Dr. Juan Nava por su apoyo en la colecta del material biológico y al
M. en C. Gerónimo Peña Clímaco por permitir el uso de las instalaciones del laboratorio de
Cultivo de Tejidos Vegetales de la ENCB-IPN.
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Recibido:
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Aceptado:
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