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Introducción a la Microscopia

Authors:
Miguel Ángel López Varona at Asociación de Educación Ambiental Abantos Activo
Miguel Ángel López Varona
  • Asociación de Educación Ambiental Abantos Activo
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Abstract

Cuaderno técnico para el Taller de Microscopia del Aula de Naturaleza Graellsia.
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Dossier
Introducción a la
MICROSCOPIA
Botánica
1. Historia de la Microscopia 2
2. Componentes básicos de un microscopio óptico 6
3. Funcionamiento del microscopio óptico 8
4. Principales técnicas de microscopía óptica 10
5. Preparación de una muestra 14
6. Sistemas de captación de imágenes microscópicas 16
7. Prácticas de microscopía óptica 19
8. Catálogo de preparaciones microscópicas 25
Contenidos
Dossier Dossier
Cuadernos Técnicos del Aula de Naturaleza Graellsia
Cuaderno Nº 12 (Ed. 2021)
© Miguel Ángel López Varona.
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Aula de Naturaleza GRAELLSIA San Lorenzo de El Escorial (Madrid)
1. HISTORIA DE LA MICROSCOPÍA.
Desde muy antiguo se sabía que el ojo humano no podía ver
todo lo que tenía delante. Su resolución se limita a la parte visible del
espectro electromagnético, muy poco respecto a todo lo que podría
abarcar.
En las primeras décadas del siglo XVII se iniciaron las primeras
experiencias con lentes (llamadas así por tener forma de lentejas) a fin
de lograr el mayor aumento posible para el ojo humano. Para ello se
basaron en un instrumento construido con lentes que obtuvo mucho
éxito, el telescopio, usado por primera vez por Galileo en 1609, con fines
astronómicos. Antes de esta fecha, los seres vivos más pequeños que se
conocían eran los insectos más diminutos, y se daba por sentado que
no existía organismo alguno más pequeño.
Los detalles sobre el origen de la microscopía no son muy claros,
pero parece ser que el primer microscopio conocido fue el diseñado
por Zacharias Janssen en Middleburg (Holanda), se cree que en el año
1595.
El siguiente avance se produjo con el
anatomista y biólogo italiano Marcello
Malpighi, uno de los microscopistas más
grandes de la historia, considerado el padre de
la histología. Sus primeros estudios los realizó
con pulmones de rana, en los que pudo
observar una compleja red de vasos
sanguíneos, demasiado pequeños para ser
vistos por separado. Cuando siguió el recorrido
de los vasos hasta que se unían con otros
mayores, comprobó que estos últimos eran
venas en una dirección y arterias en dirección
opuesta. Había descubierto los capilares
sanguíneos, y lo hizo gracias a los microscopios
ópticos que se fabricaban en Italia a mediados
del siglo XVII.
El primer microscopio conocido era un
microscopio compuesto, (formado por
dos lentes), diseñado por el fabricante de
lentes holandés, Zacharias Janssen.
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Aula de Naturaleza GRAELLSIA San Lorenzo de El Escorial (Madrid)
En 1665, el científico inglés Robert Hooke diseñó un microscopio
que le permitió observar en una muestra de corcho, un fino entramado
de pequeñas “celdillas” rectangulares que él denominó “células”, un
término habitual que se usaba para designar las pequeñas habitaciones
en los monasterios.
Los primeros en fabricar este tipo de microscopios usaron sistemas
de lentes que producían aumentos mucho mayores que los obtenidos
con una sola lente. Sin embargo, empleaban lentes imperfectas, de
superficies irregulares. Si intentaban lograr un aumento apreciable, la
visión de los detalles se hacía muy confusa.
Pero un comerciante holandés llamado Anton van Leeuwenhoek,
que usaba lentes simples muy pequeñas que obtenía de pequeños
fragmentos de cristal perfecto, pulió cuidadosamente dichos
fragmentos y logró fabricar un microscopio capaz de aumentar un
objeto hasta 270 veces sin apenas perder nitidez.
Leeuwenhoek trabajaba con lentes de cristal de roca e incluso de
diamante, y no eran mayores que el tamaño de un alfiler, por lo que sus
microscopios eran mucho más pequeños que los otros microscopios de
la época. Con esas lentes observaba todo lo que podía y logró observar
con mayor detalle aquellos capilares de Malpighi.
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Aula de Naturaleza GRAELLSIA San Lorenzo de El Escorial (Madrid)
Descubrió los glóbulos rojos de la sangre. Pero lo más sensacional
de todo fue su descubrimiento de pequeños organismos invisibles a
simple vista, al estudiar las aguas estancadas. Las descripciones que
Leeuwenhoek hacía con sus observaciones eran imprecisas, pero no
cabe duda que sus “animálculos” fueron los primeros protozoos y
bacterias vistos por el hombre.
En 1773, el microscopista danés Otto Muller consiguió distinguir lo
suficientemente bien a aquellos pequeños seres microscópicos, y los
clasificó en dos tipos: Bacilos (que significa “pequeños vástagos”) y
espirilos (por su forma espiral).
Uno de los defectos de los microscopios primitivos era que sus
lentes descomponían la luz blanca en los colores que la constituyen. Los
objetos pequeños se veían rodeados de anillos de color (lo que se
conoce como “aberración cromática”) que impedían observar con
claridad los detalles. Pero en el año 1820 se perfeccionó la técnica con
Joseph Jackson Lister, un óptico inglés que diseñó un microscopio
acromático capaz de eliminar esos anillos de color. Con su microscopio,
Lister descubrió que los glóbulos rojos eran en realidad pequeños discos
bicóncavos. El microscopio acromático constituyó un gran avance,
iniciando una serie de perfeccionamientos que dieron como resultado
el moderno microscopio óptico.
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El siguiente gran avance se produjo en 1930 con la aparición del
microscopio electrónico, cuya principal ventaja fue el aumento
considerable en la magnificación del material observado, acompaña-
do de una mayor capacidad de resolución y definición del mundo
microscópico. ADN, virus y pequeños orgánulos celulares fueron
observados por primera vez con este microscopio. Los pioneros en este
tipo de microscopía fueron Albert Claude, Don Fawcett, Earnest Fullam,
Charles Leblond, John Luft, George Palade, Daniel Pease y Keith Porter.
Claude y Palade recibieron el Premio Nobel de Medicina en 1974 por sus
logros en biología celular utilizando el microscopio electrónico.
Existen dos tipos básicos de microscopios electrónicos, los cuales
fueron inventados al mismo tiempo, pero tienen diferentes usos. El
microscopio electrónico de transmisión (MET) proyecta un chorro de
electrones a través de una fina capa de tejido o material a observar,
produciendo una imagen en dos dimensiones sobre una pantalla
fosforescente. El brillo en un área particular de la imagen es
proporcional al número de electrones que son transmitidos a través del
material. Por otro lado, el microscopio electrónico de barrido (MEB)
produce una imagen que da la impresión de ser en tres dimensiones.
Este microscopio utiliza dos o tres puntos de la muestra donde llegan los
electrones que escanean la superficie de la muestra, y salen de ella
como electrones secundarios, siendo detectados por un sensor. La
imagen se produce como el espécimen entero, a diferencia del MET
donde la imagen corresponde sólo a los electrones transmitidos.
A la izquierda, imagen de un neutrófilo infectado con la bacteria Klebsiella pneumonie, obtenida a
través de un microscopio electrónico de transmisión (MET). A la derecha, micrografía electrónica
de barrido (MEB) que muestra el coágulo de la sangre.
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2. COMPONENTES BÁSICOS DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO.
El microscopio óptico es una de las herramientas básicas en el
estudio de la biología. Mediante un conjunto de lentes, el microscopio
aumenta el tamaño de los objetos bajo estudio, que son demasiado
pequeños para ser estudiados a simple vista.
Dos principios están involucrados en el uso del microscopio: La
magnificación (capacidad de aumentar el tamaño de una imagen) y
la resolución (capacidad del instrumento para dar imágenes bien
definidas). La resolución depende de las lentes, de la longitud de onda
de la radiación de la luz, del índice de refracción de la muestra y del
tamaño de la muestra.
Existen muchos tipos de microscopios, cada uno con un propósito
particular. Pero antes de verlos, vamos a estudiar los principales
componentes de un microscopio óptico.
Básicamente, un microscopio óptico se trata de un sistema de
lentes convexas provisto de una fuente de luz, y todo ello en un soporte
que facilite su lectura.
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El ocular es el punto de observación, donde se localiza la primera
lente (o conjunto de lentes). El tubo sirve de conexión y es muy útil para
el primer enfoque (algunos microscopios llevan en el tubo un ajuste de
dioptrías). El revolver es el regulador que nos permite elegir el juego de
lentes según el aumento que deseemos. Este juego de lentes se localiza
entre el revolver y los objetivos.
La platina es la bandeja donde se coloca la preparación con la
muestra. Para ayudar en la sujeción de la preparación existen unas
pinzas. Debajo de la platina se encuentra el condensador y/o
diafragma, que sirve para filtrar y canalizar la luz emitida por la fuente,
de forma que la luz penetra en la muestra por la parte inferior, en mayor
o menor intensidad. El macrométrico es el mando de enfoque primario,
y el micrométrico el mando de enfoque secundario. En el pie o base es
donde se localiza la fuente de luz, que en los microscopios clásicos era
un simple espejo.
El procedimiento para enfocar una muestra es el siguiente:
1º Seleccionar con el revolver el objetivo de menor aumento.
2º Colocar la preparación en la platina y sujetarla con las pinzas.
3º Encender la fuente de luz.
4º Hacer un primer enfoque con el tubo ajustando con el macrométrico.
5º Girar el micrométrico para lograr mayor nitidez.
6º Regular el paso de luz a través del condensador, buscando la calidad
deseada.
7º Cambiar con el revolver al siguiente objetivo, asegurándonos de no
rozar la preparación durante el cambio.
El aumento total se calcula multiplicando el aumento de la lente
“ocular” por el aumento de la lente “objetivo”. Así, si el ocular es de 10x
y el objetivo seleccionado es el 10x, el aumento total será de 100x; si el
ocular es del 10x y el objetivo seleccionado es el 40x, el aumento total
será de 400x. Las combinaciones de objetivo y ocular que generan un
aumento superior a los 1500x dejan de ser útiles en microscopía óptica,
pues pierden resolución. Para un uso óptimo, son recomendables los
aumentos entre 400x y 1000x.
El conjunto del ocular puede ser de tres tipos: Monocular (un
único ocular que conecta directamente con el objetivo; binocular
(existen dos oculares que, a través de un complejo sistema de prismas,
permiten la visión estereoscópica de la muestra); y trinocular (existen tres
oculares, dos de ellos para la visión estereoscópica y un tercero para
acoplar una cámara fotográfica).
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3. FUNCIONAMIENTO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO.
El principio del funcionamiento de un microscopio óptico se basa
en la propiedad de algunos materiales que permiten cambiar la
dirección de los rayos de luz. Una vez emitida, la luz puede tener
muchos comportamientos cuando llega a los objetos. Los más
importantes son dos: La reflexión (la luz choca contra la superficie y
cambia de dirección en el mismo medio), y la refracción (la luz pasa de
un medio a otro con diferente densidad, cambiando la dirección y la
velocidad).
Una lente es todo objeto transparente que es capaz de desviar el
haz de luz. Las lentes divergentes (cóncavas) dispersan los rayos de luz,
de modo que formar una visión reducida del objeto. En cambio, en las
lentes convergentes (convexas), los rayos de luz que inciden de forma
paralela son desviados de modo que convergen en un mismo punto
llamado foco.
Al mirar un objeto a través de una lente convergente, el efecto
de convergencia genera una imagen virtual de mayor tamaño que el
original.
El principio óptico de un microscopio se basa en aplicar este
proceso con dos lentes, la del objetivo y la del ocular. La imagen
intermedia que se genera entre ambas lentes se llama imagen real, y la
que se obtiene mirando por el ocular, se llama imagen virtual.
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En realidad, los microscopios ópticos perfeccionados incorporan
más lentes para corregir aberraciones ópticas y obtener una imagen
más nítida.
El aumento de la imagen debe ir siempre ligado a una buena
resolución, por eso hablamos de aumento útil cuando se mantiene un
mínimo de resolución, y aumento vacío cuando no son útiles por falta de
resolución. La resolución viene definida por la apertura numérica de la
lente, que viene indicada en el lateral del objetivo. En la siguiente tabla
se muestra el aumento total de un microscopio óptico para distintos
valores estándar del aumento de los objetivos y del ocular. Los valores
en verde indican un aumento útil, y los valores en rojo indican un
aumento vacío.
10x
12x
15x
20x
2x
20x
24x
30x
40x
4x
40x
48x
60x
80x
10x
100x
120x
150x
200x
20x
200x
240x
300x
400x
40x
400x
480x
600x
800x
60x
600x
720x
900x
1200x
100x
1000x
1200x
1500x
2000x
El condensador es el elemento del sistema óptico encargado de
concentrar los rayos de luz procedentes de la fuente hacia la muestra.
En general, los rayos de luz de la fuente son divergentes, de modo que
el condensador, que no es más que una serie de lentes, cambia la
dirección de estos rayos haciéndolos pasar de forma paralela o
convergente hacia la muestra.
Algunos microscopios no llevan condensador y en su lugar
incorporan un diafragma, una pieza que permite regular el paso de luz,
lo que permite variar el contraste con el que se observa la muestra. El
punto óptimo del diafragma depende del tipo de muestra y su
transparencia.
Lente Ocular
Lente Objetivo
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4. PRINCIPALES TÉCNICAS DE MICROSCOPÍA ÓPTICA.
Existen dos tipos básicos de microscopía óptica, según el camino
seguido por la luz hasta llegar al objetivo: Microscopía de luz transmitida
y microscopía de luz reflejada.
• Microscopía óptica de luz transmitida.
En este tipo de microscopía, la luz atraviesa la muestra. Para esta clase
de microscopios, es necesario preparar las muestras cortándolas en
láminas ultrafinas para que la luz pueda atravesarlas. La gran mayoría
de los microscopios ópticos incorporan este tipo de sistema de
iluminación, con algunas variantes que veremos a continuación:
- Microscopio de campo claro: Sirve para contemplar preparados
transparentes y muy finos. Cuanto más fino sea el preparado, con más
precisión podrá ser observado. Es el más común de los laboratorios. En
este tipo de microscopios el rayo de luz suele proyectarse desde
abajo, atravesando el preparado, cuando este sea transparente.
Muchas veces se recurren a las técnicas de tinción para observar
mejor los detalles.
- Microscopio de campo oscuro: Esta técnica de microscopía consiste
en iluminar la muestra oblicuamente. Esto se consigue con un
condensador especial, que modifica la dirección de la luz. Se usa para
ver la superficie de muestras de cuerpos opacos como, por ejemplo,
granulados o sedimentos, y para el estudio de microorganismos y
células vivas en suspensión. En tales casos, el preparado se observa
como un juego de luz y sombras, de modo que no se necesitan
muestras laminadas ni técnicas de tinción. Este tipo de microscopios
utilizan una luz muy intensa en forma de un cono hueco concentrado
sobre el espécimen. El campo de visión del objetivo se encuentra en la
zona hueca del cono de luz y sólo recoge la luz que se refleja en el
objeto. Por ello, las porciones claras del espécimen aparecen como un
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fondo oscuro y los objetos minúsculos que se están analizando
aparecen como una luz brillante sobre el fondo. Esta forma de
iluminación se utiliza para analizar elementos biológicos transparentes
y sin manchas, invisibles con iluminación normal.
- Microscopio de contraste de fases: Se trata de una técnica inventada
por el físico neerlandés Frits Zernike en 1932, que recibió el Premio
Nobel de Física por este motivo. En este tipo de microscopía, la luz
atraviesa la muestra con distintas velocidades en distintas secciones.
Esto se consigue con dos moduladores ópticos: Un diafragma anular y
un anillo de fase. Se usa principalmente para observar células vivas,
que son prácticamente transparentes y sin tinción no es posible
observar sus estructuras. La tinción mata a las células, de modo que el
contraste de fases permite observar esas estructuras con las células
vivas. Su invención supuso un gran avance para la biología, pues a
partir de entonces se pudieron observar procesos biológicos hasta
entonces desconocidos.
- Microscopía de contraste de interferencia (Microscopía de Nomarski):
Esta técnica consiste en separar el haz de luz que viene del
condensador en dos haces de luz con direcciones diferentes, que se
vuelven a juntar tras pasar por el objetivo. Se consigue una imagen de
dos colores, como con sombras, como si la muestra se estuviera
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proyectando. Así se elimina uno de los inconvenientes de la
microscopía de contraste de fases, el halo que aparece en las
observaciones. Para ello, este tipo de microscopios emplean un filtro
polarizador y un prisma.
- Microscopía invertida: Este tipo de microscopía utiliza microscopios
con una configuración opuesta a la del microscopio vertical, es decir,
la muestra es iluminada desde la parte superior, y los elementos ópticos
se encuentran por debajo de la platina. Esto permite observar
muestras vivas colocadas en el fondo de un recipiente, como las
placas de Petri con sus cultivos bacterianos. En este tipo de
microscopios es muy frecuente la técnica de la gota pendiente, en la
que se utilizan portaobjetos con huecos donde se pende una gota de
la muestra en suspensión.
• Microscopía óptica de luz reflejada.
En este tipo de microscopía la luz no atraviesa la muestra, es reflejada
en ella y parte se dirige al objetivo. Esto implica que las muestras tienen
que ser iluminadas desde la parte superior de la platina. Se usa para el
examen de muestras opacas, tales como estructuras metálicas,
materiales cerámicos, petrografías… Veamos los tipos más comunes:
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- Microscopía de fluorescencia (o epifluorescencia): Este tipo de
microscopios utilizan las propiedades de fluorescencia para generar una
imagen de la muestra. Se usan para observar muestras que emiten luz
propia cuando son iluminadas con una longitud de onda determinada.
Como fuente de iluminación se usa una lámpara xenón o de vapor de
mercurio. Y se necesitan dos filtros, uno que filtra la luz para dejar pasar
la longitud de onda deseada, y otro en el objetivo para protegerse de
la radiación fluorescente. Existen colorantes fluorescentes (fluorocromos)
que son absorbidos por determinados microorganismos, de modo que
esta técnica es muy útil en Inmunología, ya que se puede teñir con
fluorescencia a los anticuerpos, para detectarlos cuando se unen al
antígeno.
- Microscopía de luz ultravioleta: Este tipo de luz tiene una longitud de
onda más corta que la luz visible, por lo que puede alcanzarse una
resolución considerablemente mejor. Está indicada para muestras que
contengan moléculas que puedan absorber en ultravioleta, tales como
las proteínas o los ácidos nucleicos. En este tipo de microscopía no se
puede observar directamente a través del ocular, porque la radiación
ultravioleta es dañina. Normalmente se observa a través de un monitor.
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- Microscopía de luz polarizada: Este tipo de microscopios incorporan
dos polarizadores que modifican la onda de luz en una dirección de
oscilación concreta, algo muy útil para observar estructuras cristalinas
de rocas y minerales. Por eso, a este tipo de microscopios se les llama
petrográficos.
5. PREPARACIÓN DE UNA MUESTRA.
La forma más simple de preparar una muestra para su examen
microscópico es hacer una preparación en fresco, que consiste es
colocar una gota de agua en la parte central del portaobjetos, añadir
la muestra y cubrir con el cubreobjetos con cuidado para que no
aparezcan burbujas de aire. Es muy sencillo, pero requiere mucha
limpieza y cuidado. Si se han formado burbujas de aire, podemos
eliminarlas moviendo suavemente el porta, dándole unos golpecitos por
debajo con la ayuda de una lanceta o aguja enmangada, o moviendo
con cuidado el cubre hasta que consigamos eliminarlas.
Si usamos un microscopio de campo claro, podemos recurrir a las
tinciones para mejorar el contraste. Existen colorantes “vitales” que
pueden usarse para preparaciones en fresco, tales como el Azul de
metileno y el Rojo Congo. La tinción “en vivo” puede realizarse por
difusión (en el espacio entre el porta y el cubre con la muestra en fresco
se añade una gota del colorante para que penetre en la muestra por
capilaridad), o sometiendo a la muestra en el colorante antes de
colocarla en el porta.
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La mayoría de los colorantes son solo efectivos cuando se ha
realizado una fijación de la muestra. Este proceso implica la muerte de
las células, y normalmente se realiza mediante tratamiento químico
(alcohol metílico, dicromato de potasio, formol al 10%...). También se
puede recurrir a la fijación por calor, mediante la extensión de la
muestra en el porta, pasándolo luego de forma rápida sobre la llama de
un mechero de alcohol. El calor mata a las células por desnaturalización
de sus proteínas, las cuales, una vez coaguladas, pegan a la célula en
el porta.
La fijación de las muestras conlleva algunos inconvenientes, por
ejemplo, la apariencia real de las células queda distorsionada, lo cual
dificulta su identificación. Pero lo que se persigue con ello es la tinción
de la muestra para mejorar el contraste y observar estructuras que antes
no se podían ver.
La fijación con calor favorece la deshidratación de las muestras,
pero si recurrimos a la fijación química, hay que deshidratarlas con una
serie de alcoholes, mediante lavados repetidos. Hay muestras que son
impregnadas en parafina, para luego cortarlas en un micrótomo. En
esos casos, tras la deshidratación de las muestras hay que lavarlas con
xilol durante media hora.
El siguiente paso sería la inclusión de la muestra, un
procedimiento con el que le damos rigidez a la muestra para facilitar su
corte. Para ello se realiza una impregnación de la muestra en parafina.
A continuación, recurrimos a la técnica de tinción que
necesitemos, según el tipo de muestra y el análisis que queremos
realizar. Antes, habrá que eliminar la parafina con un disolvente (xylol) y
lavados repetidos de alcohol. Luego re-hidratamos la muestra y
aplicamos el colorante necesario. Los colorantes más utilizados son:
- Azul de Coomassie: Tiñe a las proteínas de color azul.
- Azul de metileno: Tiñe a las células animales haciendo visible sus
núcleos. Se usa también para teñir determinadas bacterias y las
muestras de sangre.
- Cristal violeta: Tiñe las paredes celulares de color púrpura. Se usa
mucho como tinción Gram para detectar las bacterias gram
positivas.
- Eosina: Tiñe de color rosado el citoplasma, la membrana y
algunos orgánulos celulares. Los eritrocitos los tiñe de color rojo
intenso.
- Lugol: Tiñe de color marrón los núcleos celulares.
- Safranina: Tiñe de color rojo los núcleos celulares.
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Por último, realizamos el montaje de la muestra. Según el tipo de
muestra puede haber varios tipos de montaje:
- Aplastamiento (añadimos el medio de montaje a la muestra,
que suele ser una gota de agua destilada, y tapamos con el cubre).
- Extensión o frotis (se extiende la muestra sobre el porta y se
observa directamente, sin cubre). Se usa mucho para preparaciones de
bacterias y de sangre.
- Gota pendiente (se utilizan portaobjetos con huecos donde se
pende una gota de la muestra en suspensión). Se usa en microscopía
invertida.
Una preparación en fresco no durará más allá de una hora, ya
que su contenido líquido se evaporará poco a poco con el calor de la
fuente de luz de microscopio. Si queremos conservar la muestra durante
mucho tiempo, tenemos que sustituir el agua como medio de montaje
por el bálsamo de Canadá, que cumple una serie de propiedades,
como tener un buen índice de refracción, un pH neutro y un secado
rápido. Y no nos olvidemos de etiquetar la preparación, indicando el
nombre de la muestra, la técnica utilizada y la fecha de montaje.
6. SISTEMAS DE CAPTACIÓN DE IMÁGENES MICROSCÓPICAS.
Hoy día, la captación de imágenes microscópicas (micrografías)
evita que tengamos que conservar las preparaciones y abre nuevas
oportunidades para el análisis de las muestras. Pero para obtener una
micrografía de calidad, hay que conocer los diferentes sistemas de
captura de imágenes que más se utilizan en microscopía óptica.
La técnica más sencilla es el digiscoping, que consiste en acoplar
una cámara fotográfica convencional al ocular del microscopio,
mediante un adaptador específico.
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La técnica más avanzada es la utilizada por los Microscopios
Digitales Integrados, que pueden ser microscopios con un ocular digital,
o microscopios trinoculares que tienen un ocular destinado
específicamente a la instalación de una cámara digital.
Los sistemas de captura de imágenes que más se aplican en
microscopía óptica son:
- Coupled Change Device (CCD): Sistema que actúa como un
fotorreceptor, reteniendo el flujo de electrones de la luz incidente con
sensores de silicio. Cuando se toma una fotografía, el sensor CCD
convierte la luz que entre por el objetivo de la cámara en electrones. Un
componte de la cámara (conversor analógico-digital) convierte el
número de electrones en un valor digital para construir una imagen
matricial.
- Complementary Metal-Oxide Semiconductor (CMOS): Conduce
la luz incidente a través de un material semiconductor. Su
funcionamiento básico es similar al del sensor CCD. Se trata de un
dispositivo semiconductor formado por dos transistores de efecto de
campo de óxido metálico, integrados en un único chip de silicio (los
mismos que se usan para la memoria RAM). Es menos sensible que el
CCD, pero captan la imagen con mayor velocidad y menor consumo
de electricidad.
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- Photomultiplicador (PMT): Se trata de un detector óptico de
vacío que aprovecha el efecto de emisión secundaria de electrones
para responder a niveles muy bajos de iluminación, con un nivel de
ruido aceptable.
El éxito para conseguir una buena micrografía depende del
momento de la captura. Poco se puede hacer en el procesado o
edición de una imagen digital, si esta no ha sido bien captada. En el
momento de la captura de la imagen, tenemos que tener en cuenta
algunos factores que dependen exclusivamente de nosotros:
• Corrección de las posibles imperfecciones en la precaptura:
Jugar con la intensidad de la luz del microscopio a través del
condensador, quitar el flash automático de la cámara, aplicar
filtros de luz si son necesarios, vigilar el brillo, etc.
• Buscar un buen enfoque: Mover el micrométrico, valorar si usar el
enfoque automático o manual de la cámara…
• Controlar el tiempo de exposición: A mayor tiempo de
exposición, mejor calidad de la imagen. Por eso es importante
que la cámara esté bien equilibrada y no reciba vibraciones.
• Buscar los detalles que queremos que salgan en la fotografía: Si
se quiere acceder a ellos para su estudio, mejor que salgan en la
fotografía a tener que buscarlos ampliando la imagen durante la
edición.
• Buscar un buen contraste: Habrá que seleccionar la óptica
adecuada para conseguir un buen contraste sin tener que
recurrir a la edición de la imagen.
• La resolución del sistema: Trabajaremos con la máxima resolución
posible que nos facilite la cámara.
Llegado el momento del procesado de las imágenes,
necesitamos un software apropiado que nos permita, entre otras cosas,
realizar un balance de blancos, variar el contraste y el brillo, eliminar
ruido, realizar una gamma corrección (bajar o subir la luminosidad de
las zonas oscuras), etc.
Los Microscopios Digitales Integrados están acompañados de un
software específico para la cámara que llevan integrada, de modo que
las capturas se realizan mediante la aplicación informática
correspondiente, conectada a la cámara mediante USB. Estas
aplicaciones son muy interesantes porque periten, entre otras cosas,
realizar micro-mediciones, muy útiles para la investigación biológica.
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7. PRACTICAS DE MICROSCOPÍA ÓPTICA.
PRÁCTICA Nº 1: Observación de las bacterias del Yogurt.
El yogurt es un alimento lácteo que esta fermentado por bacterias. Este tipo de
bacterias, denominadas bacterias lácticas, son principalmente dos, Streptococcus
thermophilus y Lactobacillus bulgaricus, que se agrupan en forma de cocos y
bacilos respectivamente.
Material necesario:
- Un yogurt natural.
- Un asa de siembra (basta con una aguja enmangada).
- Una cubeta de tinción con soporte.
- Agua destilada.
- Azul de metileno.
- Alcohol 96º
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Aceite de inmersión.
- Microscopio óptico.
Procedimiento: Vamos en primer lugar a esterilizar la aguja enmangada
calentándola con la llama del mechero de alcohol. A continuación, colocamos
una gota de agua destilada sobre el porta, y sobre ella aplicamos con la aguja la
muestra del yogurt. Extendemos la muestra sobre el porta con la ayuda de la
aguja y la dejamos secar (podemos secarla con la ayuda del mechero de
alcohol). Una vez fijada la muestra, añadimos unas gotas de Azul de metileno y
lo dejamos actuar durante 5 minutos. A continuación, lavamos la muestra con
agua destilada y añadimos alcohol 96º para desgrasar la muestra. Esperamos 2
minutos y volvemos a lavar la muestra con agua destilada. Dejamos secar la
preparación (podemos volver a fijarla con la llama del mechero de alcohol).
Finalmente, vertemos sobre la muestra una gota de aceite de inmersión, y la
observamos con el objetivo de 100x, que es el objetivo de inmersión que por
defecto viene en la mayoría de los microscopios ópticos. Observaremos las
bacterias en forma de cocos y bacilos, teñidas de color azul.
PRÁCTICA Nº 2: Tinción de Gram.
La tinción de Gram es una técnica que permite diferenciar a las bacterias en dos
grandes grupos: Las Gram+ y las Gram-. Las Gram+ poseen una membrana
simple y una gruesa pared celular de peptidoglicano, que confiere una gran
resistencia a las bacterias, siendo la responsable de retener el tinte, quedando
coloreadas de azul oscuro o violeta durante la tinción Gram. Las Gram-
presentan doble membrana y una fina capa de peptidoglicano entre ambas, de
modo que no se tiñen de azul oscuro o violeta, sino de color rosado.
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Material necesario:
- Un cultivo de bacterias.
- Un asa de siembra (basta con una aguja enmangada).
- Una cubeta de tinción con soporte.
- Agua destilada.
- Safranina.
- Lugol.
- Cristal violeta.
- Alcohol 96º
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Aceite de inmersión.
- Microscopio óptico.
Procedimiento: Lo primero que necesitamos es un cultivo de bacterias.
Podemos elaborarlo disolviendo 10 g de agar-agar en 330 ml de agua. Después
de 4 minutos en el microondas dejamos que enfríe y vertemos la solución en
dos o tres placas de Petri. Dejamos reposar durante una hora hasta que
solidifique el medio. Tomamos muestras con un bastoncillo de algodón sobre
billetes, carteras, móviles, manillas… Realizamos una siembra sobre el cultivo y
cubrimos las placas durante cuatro o cinco días, en un lugar oscuro (una caja,
por ejemplo).
Esterilizamos la aguja enmangada calentándola con la llama del mechero de
alcohol. A continuación, colocamos una gota de agua destilada sobre el porta, y
sobre ella aplicamos con la aguja la muestra del cultivo de bacterias.
Extendemos la muestra sobre el porta con la ayuda de la aguja y la dejamos
secar (podemos fijar las bacterias con la ayuda del mechero de alcohol). Una vez
fijada la muestra, añadimos unas gotas de Cristal violeta y lo dejamos actuar
durante 1 minuto. A continuación, lavamos la muestra con agua destilada y
añadimos Lugol dejando actuar durante 30 segundos (el Lugol actúa como
mordiente, fijando el colorante). Volvemos a lavar la muestra con agua
destilada y hacemos un tratamiento con alcohol 96º durante 15 segundos, para
que se produzca la decoloración de las bacterias Gram-. Lavamos otra vez con
agua y añadimos Safranina dejando actuar el colorante durante uno o dos
minutos, para teñir las bacterias Gram-. Volvemos a lavar y dejamos secar la
preparación (podemos volver a fijarla con la llama del mechero de alcohol).
Finalmente, vertemos sobre la muestra una gota de aceite de inmersión, y la
observamos con el objetivo de 100x, que es el objetivo de inmersión que por
defecto viene en la mayoría de los microscopios ópticos. Observaremos las
bacterias Gram+ de color violeta, y las Gram- de color rosa o rojo.
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PRÁCTICA Nº 3: Extensión de la sangre humana.
La sangre humana es un tejido vivo formado por una fase líquida (plasma) y
una fase sólida que contiene principalmente glóbulos rojos, glóbulos blancos y
plaquetas.
Material necesario:
- Sangre capilar.
- Una cubeta de tinción con soporte.
- Agua destilada.
- Colorante Giemnsa.
- Metanol.
- Alcohol 96º
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Aceite de inmersión.
- Microscopio óptico.
Procedimiento: Lo primero es realizar un frotis o extensión sanguínea. Para
ello, tomamos una muestra de una gota de sangre humana y la depositamos a 1
cm del extremo de un porta. Extendemos la gota con la ayuda de otro porta
inclinado 45º sobre el porta de la muestra, hasta llegar al otro extremo del porta.
Fijamos la extensión con metanol durante 5 minutos. Aclaramos y añadimos el
colorante Giemsa (se trata de una solución de metanol con eosina y azul de
metileno), dejando actuar durante 10 ó 20 minutos. Lavamos con agua destilada
y dejamos secar.
Primero examinaremos la muestra con un objetivo de pequeño aumento para
comprobar la dispersión de las células sanguíneas. Luego, ampliaremos al
objetivo de inmersión para analizar las células. Veremos los eritrocitos de color
rosado, plaquetas muy pequeñas, y los leucocitos con los núcleos teñidos de
violeta:
- Neutrófilos (núcleos lobulados, citoplasma rosa claro sin gránulos).
- Eosinófilos (núcleos lobulados y gránulos citoplasmáticos de color rojo
anaranjado).
- Basófilos (menos abundantes; núcleos poco lobulados y gránulos
citoplasmáticos de color azul violáceo).
- Monocitos (núcleos con forma de riñón de color púrpura azulado.
- Linfocitos (núcleos grandes y azules que ocupan casi todo el citoplasma).
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PRÁCTICA Nº 4: Análisis de la célula vegetal.
Las células vegetales se diferencian de las células animales por la presencia de
pared celular rígida, por la presencia de cloroplastos y por una gran vacuola
central en el citoplasma.
Material necesario:
- Muestras de cebolla, puerro, espinaca, liquen y algas filamentosas.
- Bisturí.
- Lanceta, pinzas y agujas enmangadas.
- Vidrios de reloj.
- Cubeta de tinción con soporte.
- Agua destilada.
- Azul de metileno.
- Lugol.
- Portaobjetos y cubreobjetos.
- Microscopio óptico.
Procedimiento: Tomamos dos muestras de la epidermis de una cebolla con la
ayuda de un bisturí, y las llevamos a un vidrio de reloj. Añadimos unas gotas
de azul de metileno en una muestra y de Lugol en la otra, y dejamos actuar los
colorantes durante 5 minutos. Aclaramos las muestras con abundante agua.
Realizamos el corte de una porción de epidermis y la llevamos a un porta con
una gota de agua destilada. Colocamos el cubre, eliminamos las burbujas de
aire y observamos al microscopio. En las muestras teñidas con Azul de metileno
veremos perfectamente las pareces celulares, pero nos costará visualizar los
núcleos celulares. En cambio, en la muestra teñida con Lugol veremos muy bien
los núcleos celulares.
Podemos repetir el procedimiento, pero esta vez con la epidermis del envés de
una hoja de puerro. Además de las células vegetales, podremos ver los estomas,
las estructuras de intercambio gaseoso con la que las plantas realizan la
transpiración, necesaria para absorción de agua por las raíces.
Ahora vamos a realizar un corte transversal lo más fino posible de una hoja de
espinaca. Realizamos varios cortes hasta obtener el más fino (podemos
ayudarnos de un microtomo de mano). Llevamos la muestra al porta y
añadimos una gota de agua. Cubrimos con el cubre y observamos al
microscopio. Veremos que las células de la espinaca tienen muchos cloroplastos
ovalados. Al ser una preparación en fresco o in vivo, podremos observar la
ciclosis, movimientos de los cloroplastos que se producen por el estímulo de la
luz.
Ahora vamos a extraer una porción de un liquen para analizar al microscopio
su anatomía. Para ello necesitamos un corte muy fino de una porción del talo y
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la llevamos a un porta. Añadimos una gota de agua destilada y cubrimos la
muestra con un cubre. Aplastamos cuidadosamente la muestra sin romper el
cubre, para eliminar las burbujas. Observamos al microscopio. Veremos una
maraña de hifas fúngicas transparentes y, entre ellas, unas células esféricas de
color verde. Esas células constituyen el componente fotosimbiótico del liquen,
unas algas de género Trebouxia, cuyos cloroplastos son tan grandes que ocupan
prácticamente todo el citoplasma.
Por último, procederemos a tomar una muestra de las algas filamentosas
verdes, presentes en muchas fuentes y charcas. Esas algas pertenecen al género
Spirogyra, cuyas células se disponen en hilera a lo largo del filamento. Veremos
que sus cloroplastos zigzaguean por el citoplasma.
PRÁCTICA Nº 5: Calibración de las esporas de Rhizocarpon geographicum.
Aunque la mayoría de los hongos ascomicetes son saprófitos, y muchos de ellos
son parásitos, aproximadamente un 50% de ellos se han “liquenizado” al
asociarse simbióticamente con algas fotosintéticas. La importancia de los
líquenes dentro de los ascomicetes es enorme, puesto que prácticamente la
mitad de este grupo de hongos vive en simbiosis liquénica, unas 15.000 especies
frente a las 18.000 que no lo hacen. Fruto de la simbiosis con algas fotosintéticas,
los líquenes desarrollan un cuerpo vegetativo permanentemente visible capaz
de generar gran variedad de estructuras vegetativas. Los líquenes cubren
aproximadamente el 8% de la superficie terrestre. Existen líquenes en
prácticamente todos los ambientes terrestres, desde el Ártico al Antártico,
llegando a dominar en los ambientes de condiciones más extremas.
Rhizocarpon geographicum es uno de los líquenes más populares y conocidos,
responsable de la coloración amarillento-verdosa típica de las rocas graníticas
en alta montaña. Está presente en los cinco continentes y en la Antártida. Con
esta práctica vamos a comprobar que los líquenes se reproducen sexualmente
con independencia de las algas fotosintéticas, formando cuerpos fructíferos
propios de los Ascomicetos, donde se forman las esporas en pequeños saquitos
llamados ascas.
Material necesario:
- Muestras de talo de Rhizocarpon geographicum.
- Bisturí, lanceta y aguja enmangada.
- Agua destilada.
- Portaobjetos y cubreobjetos.
- Lupa binocular.
- Microscopio óptico con cámara fotográfica integrada.
- Software de captura fotográfica y tratamiento de imágenes.
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Procedimiento:
Tenemos que realizar un corte transversal lo más fino posible a uno de los
apotecios que encontremos en el talo. Los apotecios son esas estructuras de
color negro que aparecen las escamas amarillas del talo. Para ello necesitamos
poner la muestra en una lupa binocular, y proceder a los cortes con un bisturí o
con una cuchilla de afeitar, mientras observamos en la lupa a 20x. En un
portaobjetos con una gota de agua depositamos los diminutos cortes que
logremos, llevándolos con la lanceta o la aguja enmangada. Tapamos con el
cubre y observamos al microscopio con el objetivo de 10x (100 aumentos).
Una vez localizadas las esporas (se trata de esporas murales, de color marrón
verdoso), necesitamos calibrarlas para conocer sus dimensiones. Las esporas de
R. geographicum miden 22-32 x 10-18 µm, pero hay especies muy similares, como
R. macrosporum, cuyas esporas llegan a alcanzar las 50 µm de largo. Por eso,
necesitamos medir las dimensiones de las esporas, para asegurarnos en la
identificación de la especie. Para ello, tendremos que recurrir al software del
microscopio digital integrado, realizando una micrografía de la espora para
poder medirla, asegurándonos de realizar la medición conforme al aumento en
el que se haga la fotografía.
PRÁCTICA Nº 6: Análisis microscópico del agua de una charca.
En una charca vive todo tipo de microorganismos: Microalgas, levaduras,
protozoos, pequeños invertebrados… Vamos a analizar “in vivo” una muestra
tomada de una charca.
Material necesario:
- Muestras de agua de una charca, fuente, turbera...
- Pipeta Pasteur.
- Portaobjetos y cubreobjetos.
- Microscopio óptico.
Procedimiento:
Tomamos una muestra con la ayuda de una pipeta Pasteur y la llevamos a un
portaobjetos. Si vemos restos vegetales o sedimentos, procuramos cogerlos
también durante la toma. Se coloca el cubreobjetos y se observa al microscopio.
Durante en análisis veremos todo tipo de microorganismos, unos quietos y
otros móviles. Procuraremos hacer un dibujo, o fotografiar si usamos un
microscopio digital integrado, cada uno de los microorganismos que veamos,
para tratar de identificarlos. Veremos diatomeas (Diatoma, Cymbella, Navicula,
Pinnularia…), algas unicelulares o filamentosas, varios tipos de protozoos
(paramecios). Es posible que veamos en acción al protozoario ciliado
Stylonychia, o quizás algún Rotífero, Copépodo…
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8. CATÁLOGO DE PREPARACIONES MICROSCÓPICAS.
Observación de preparaciones permanentes de BACTERIAS.
• Preparación P018: Escherichia coli.
Se trata de una bacteria de la familia de las Enterobacterias que forma parte de
la microbiota del tracto gastrointestinal de animales homeotermos. Es una
bacteria anaerobia de tipo bacilo Gram-, cuyas infecciones intestinales son
responsables de las diarreas.
• Preparación P045: Actinomyces.
Se trata de un género de bacterias Gram+ de morfología esférica, que puede
formar colonias parecidas a las hifas de un hongo. Muchas especies son
patógenos oportunistas de humanos y mamíferos, que provocan infecciones en
la boca.
Observación de preparaciones permanentes de ALGAS.
• Preparación P004: Cianofíceas.
Se observan algas cianofíceas filamentosas tipo Spirulina y Oscillatoria.
• Preparación P030: Rivularia.
Algas cianofíceas que forman colonias en los mares y ríos.
• Preparación P040 y P046: Chlamydomonas.
Algas verdes unicelulares flageladas pertenecientes a la familia de las
Clorofíceas. Aunque tienen un cloroplasto, son capaces de absorber nutrientes a
través de la superficie celular. Viven en el suelo y en charcas contaminadas con
estiércol.
• Preparación P049 y P050: Spirogyra.
Alga verde filamentosa de la división de las Clorofíceas (Div. Chlorophyta),
caracterizada por la disposición en hélice de los cloroplastos. En la preparación
P050 puede verse que, durante la conjugación, todo el contenido de una célula
pasa a otra célula.
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Observación de preparaciones permanentes de BRIÓFITOS.
• Preparación P002: Tallo de Musgo.
Los filidios o filoides (las hojitas) de los musgos constituyen el órgano de mayor
importancia taxonómica para los briófitos foliosos. Normalmente aparecen
insertos helicoidalmente sobre los caulidios (tallitos).
• Preparación P008: Hoja de Musgo.
Los filidios están formados por una única capa de células, y generalmente
poseen un nervio central. En ocasiones, los nervios poseen unas extensiones
llamadas laminillas.
• Preparación P001 y P068: Anteridio de Musgo.
Aunque pueden reproducirse asexualmente por fragmentación o mediante
propágulos, los Briófitos son, al igual que los Pteridófitos (Helechos), plantas
arquegoniadas, es decir, en su fase sexual forman anteridios y arquegonios. Los
anteridios son los órganos reproductores masculinos; tienen forma de saco y
producen los anterozoides, gametos masculinos que necesitan agua para
desplazarse nadando.
• Preparación P003 y P069: Arquegonio de Musgo.
Los arquegonios son los órganos reproductores femeninos; tienen forma de
botella y albergan en su interior a la oosfera, el gameto femenino. El agua
líquida es, por tanto, imprescindible para la fecundación de los Briófitos. Los
anterozoides tienen que nadar hasta alcanzar a la oosfera para fecundarla. Fruto
de la fecundación el cigoto desarrolla un esporofito con un esporangio en su
parte superior. Cuando el esporangio madura, libera al exterior esporas
sexuales que germinan produciendo un protonema filamentoso o taloso, del
que surge un nuevo musgo.
• Preparación P070: Protonema de Musgo.
Órgano filamentoso ramificado que nace de las esporas de los Briófitos.
Observación de preparaciones permanentes de HELECHOS.
• Preparación P005 y P052: Soro de Helecho.
Durante la primavera aparecen en el envés de las frondes de los helechos unas
masas globosas formadas por acúmulos de esporangios, llamadas soros.
• Preparación P007: Esporangio de Helecho.
Cada esporangio está formado por una cápsula con un anillo mecánico o de
dehiscencia que se contrae en condiciones de sequedad, permitiendo que se
liberen las esporas sexuales.
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• Preparación P026: Protalo de Helecho.
De la germinación de las esporas de los helechos surge un prótalo laminar que
da lugar al gametofito, portador de los arquegonios (órganos reproductores
femeninos) y anteridios (órganos reproductores masculinos). En el interior de
los arquegonios se esconde la oosfera, que debe ser fecundada por los
espermatozoides formados en los anteridios. El zigoto formado dará lugar al
esporófito. Todo este proceso tiene lugar en el agua.
• Preparación P053: Gametofito de Helecho.
Se observan las células del protalo laminar, los rizoides, arquegonios y
anteridios.
Observación de preparaciones permanentes de HONGOS.
• Preparación P017: Sordaria fimicola.
Hongo Ascomiceto, saprófito de diversos excrementos. Se observan peritecios
piriformes con esporas de color pardo oscuro.
• Preparación P021 y P042: Penicilium notatum.
Hongo Ascomiceto conocido como el "moho verde-azulado" que aparece en los
frutos y conservas podridas. Se observan las hifas con sus orgánulos
citoplasmáticos.
• Preparación P031 y P043: Aspergillus.
Hongos Ascomicetos cosmopolitas que descomponen los alimentos y favorecen
la descomposición bacteriana de la materia orgánica. Se observan los
conidióforos con el vesículo característico sobre el que se disponen los conidios.
• Preparación P044: Rhizopus.
Hongos Zigomicetes que forman las esporas en esporangios, visibles a 100x.
Viven sobre el estiércol y cadáveres de animales.
Observación de preparaciones permanentes de LÍQUENES.
• Preparación P014: Talo de liquen gelatinoso.
Corte transversal del talo de un liquen gelatinoso tipo Collema donde se observa
la estructura homómera de este tipo de líquenes.
• Preparación P050: Talo de liquen.
Corte transversal del talo de un liquen en el que se distinguen las capas típicas
de la estructura heterómera: Córtex superior, capa algal, médula y córtex
inferior. Puede apreciarse que el Fotobionte es un alga trebouxioide.
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Observación de preparaciones permanentes de PROTOZOOS.
• Preparación P019: Zooplancton.
Se observan tres tipos de Protozoarios.
• Preparación P047: Diatomeas.
Las Diatomeas son algas unicelulares que forman parte del Fitoplancton.
• Preparación P033: Radiolarios.
Protistas ameboides que producen intrincados esqueletos minerales. Se
encuentran en el zooplancton marino.
• Preparación P025 y P088: Euglena.
Protozoo eucariota unicelular con cloroplastos y con movilidad. Las algas
Euglenofíceas (Div. Euglenophycophyta) son algas eucariotas unicelulares
móviles, principalmente dulceacuícolas, provistas de plastos de color verde
(poseen clorofilas como principal pigmento fotosintético). Su comportamiento
es muy peculiar, pues se mueven buscando la luz cuando la intensidad
lumínica es escasa, y escapan de la luz cuando las intensidades lumínicas son
elevadas. Se ha observado que en ausencia prolongada de luz, los cloroplastos
degeneran y se hacen heterótrofas. Euglena gracilis vive en ambientes acuáticos
de agua dulce ricos en materia orgánica, por lo que son buenos bioindicadores
de la contaminación de las aguas.
• Preparación P089: Paramecios.
Protista ciliado habituales en las aguas estancadas con abundante materia
orgánica. Se observan los cilios, los núcleos y algunos orgánulos citoplasmáticos
(vacuolas).
• Preparación P037: Ceratium.
Protista dinoflagelado presente en el plancton de agua dulce.
• Preparación P034: Foraminíferos (fósiles).
Los Foraminíferos son protistas ameboides con concha (restos Fósiles).
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Observación de preparaciones permanentes de HISTOLOGÍA VEGETAL.
• Preparación P009 y P087: Epidermis de Cebolla.
Corte de la piel de cebolla (Allium cepa), donde se aprecian bien las
características de la célula vegetal.
• Preparación P013: Tallo de Pino.
Corte transversal del tallo maduro de un Pino (Gimnosperma). Pueden
apreciarse las diferentes capas del tejido celular.
• Preparación P058: Cono masculino de Pino.
Las flores masculinas de las coníferas (Gimnospermas) están constituidas por
conos de múltiples escamas pediceladas, con varios sacos polínicos en su cara
inferior.
• Preparación P059: Cono femenino de Pino.
Las flores femeninas de las coníferas (Gimnospermas) son conos leñosos o algo
carnosos, en cuyas escamas se alberga uno o dos óvulos.
• Preparación P020: Tallo de Ranunculácea.
Corte transversal del tallo de una ranunculácea típica donde se observan las
estructuras anatómicas.
• Preparación P010: Tallo de dicotiledónea.
Las angiospermas se clasifican en dos grandes grupos en función del número de
cotiledones de sus semillas: Clase Liliopsida (Monocotiledóneas), y clase
Magnoliopsida (Dicotiledóneas). En este corte transversal del tallo de una
dicotiledónea típica, se aprecian las distintas capas: Corteza, Floema, Cambium,
Anillo anual, Xilema y Médula.
• Preparación P063 y P064: Tallo de Maíz.
Corte transversal (P063) y longitudinal (P064) del tallo de Maíz (Zea mays),
gramínea (Monocotiledóneas).
• Preparación P065 y P066: Tallo de Cucurbitácea.
Corte transversal (P065) y longitudinal (P066) del tallo de una Cucurbitácea
(Dicotiledóneas).
• Preparación P067: Tallo de Helianthus.
Corte transversal del tallo de Helianthus sp., dicotiledónea de la familia de las
Compuestas.
• Preparación P073: Tallo de Geraniácea.
Corte transversal del tallo de Pelargonium sp. (dicotiledónea).
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• Preparación P084: Hoja de Lirio.
Corte transversal de la hoja de Lilium sp. (monocotiledónea de la familia de las
Liliáceas).
• Preparación P060: Hoja de Ficus sp.
Corte transversal de la hoja de Ficus sp., planta de la familia de las Moráceas
(Angiospermas dicotiledóneas).
• Preparación P072: Hoja de Tilo.
Coste transversal de la hoja de Tilia sp. (dicotiledónea de la familia de las
Malváceas). Se observan bien los núcleos y las paredes celulares (fibras
vegetales).
• Preparación P074: Estomas.
Corte longitudinal de la hoja de Vicia sp. (dicotiledónea de la familia de las
Fabáceas), donde se aprecian los estomas.
• Preparación P075: Polen (Germinación).
Granos de polen en proceso de germinación.
• Preparación P079: Mitosis.
Corte longitudinal de la punta de una raíz de Allium cepa (dicotiledónea de la
familia de las Amarilidáceas). Se observan los núcleos celulares en fases de la
mitosis.
• Preparación P080: Endospermo.
Tejido nutricional del saco embrionario de la semilla de Zea mays.
• Preparación P082: Ovario de Lirio.
Corte transversal del ovario de Lilium sp. (monocotiledónea de la familia de las
Liliáceas). Se observa muy bien el núcleo celular y la cromatina.
• Preparación P083: Antera de Lirio.
Corte transversal de la antera de Lilium sp. (monocotiledónea de la familia de
las Liliáceas). Se observan los sacos polínicos (tecas) con algún grano de polen.
• Preparación P085 y P086: Embrión vegetal.
Corte longitudinal del saco embrionario de Capsella sp. (dicotiledónea de la
familia de las Crucíferas), con embriones maduros (P085) e inmaduros (P086).
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Observación de preparaciones permanentes de HISTOLOGÍA ANIMAL.
• Preparación P113: Tejido epitelial.
El epitelio constituye uno de los cuatro tejidos fundamentales de los animales.
Recubren las superficies corporales, tanto internas como externas. Se observan
las células epiteliales (ciliadas), la lámina basal y el tejido conectivo.
• Preparación P114: Epitelio plano simple.
Los epitelios se clasifican según el número de capas celulares y la forma de sus
células. Los epitelios planos y simples tienen una única capa de células planas.
Está en el oído interno, en el tímpano, en la cápsula de Bowman, en las asas de
Henle, en el riñón, en la rete-testis y en los conductos excretores de muchas
glándulas.
• Preparación P115: Epitelio plano estratificado.
Las capas superficiales de este tipo de epitelio están formadas por células
planas superpuestas unas sobre otras. Aparece en la epidermis, esófago,
epiglotis, la córnea, la vagina...
• Preparación P135: Epitelio escamoso.
Frotis del tejido epitelial de la cavidad bucal de un humano. Se aprecian los
núcleos de las células epiteliales.
• Preparación P118: Tejido óseo.
Sección longitudinal del hueso compacto. Se observan los canales haversianos y
las fibras de colágeno.
• Preparación P119: Tejido conectivo denso.
Sección longitudinal del tendón de un perro que muestra el tejido conjuntivo
denso. Se observan las fibras de colágeno y los núcleos de los fibroblastos.
• Preparación P120: Tejido conectivo laxo.
Se observan las fibras reticulares de colágeno, las fibras elásticas y los núcleos
de los fibroblastos.
• Preparación P121: Fibra muscular estriada.
Sección longitudinal y transversal del tejido muscular esquelético. En la sección
longitudinal se observa el endomisio (tejido conjuntivo) y las fibras musculares
(se aprecia la membrana del sarcolema, la estriación transversal de las
miofibrillas y los núcleos periféricos).
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• Preparación P125: Fibra muscular lisa.
Preparación con fibras dispersas de la musculatura lisa. Se observan las células
musculares alargadas y fusiformes, con su núcleo alargado en la porción más
gruesa de la fibra.
• Preparación P122: Fibra muscular del corazón.
Sección longitudinal del músculo cardíaco. Se aprecia la ramificación de las
fibras y la posición central de los núcleos. No se aprecian los discos intercalares.
• Preparación P123: Tejido nervioso.
Sección transversal de la médula espinal de un ratón. Se aprecia la sustancia
blanca (axones revestidos de mielina) y la sustancia gris (cuerpos celulares de
las neuronas con sus dendritas).
• Preparación P124: Neuronas motoras.
Muestra de tejido nervioso motor. Se observan neuronas motoras con su núcleo,
dendritas y axones con los núcleos de las células de Schwann. Se observan
también los núcleos de numerosas células gliales (células soporte para las
neuronas).
• Preparación P110: Branquias de Almeja.
Corte transversal de la branquia de una almeja. Las branquias de los
lamelibranquios (Moluscos bivalvos) se han adaptado para la alimentación por
filtración, de modo que su superficie está muy plegada. Las células epiteliales
son ciliadas.
• Preparación P107: Escama de Osteictio.
Escama dérmica típica de pez, cubierta de epidermis, de tipo cicloidea
(redondeada y de superficie lisa).
• Preparación P112: Sangre de pez.
Se observa que los eritrocitos de los peces tienen núcleo, a diferencia de los
eritrocitos de los mamíferos, que no tienen núcleo. Esto es debido a que en los
mamíferos los glóbulos rojos adquieren biconcavidad para facilitar el
intercambio gaseoso. Peces, anfibios, reptiles y aves tienen glóbulos rojos con
núcleo.
• Preparación P097: Piel de serpiente.
Corte de la epidermis de una serpiente.
• Preparación P109: Tráquea de Mamífero.
Sección transversal de la tráquea de un mamífero, en la que se observan las
células epiteliales con sus cilios (células caliciformes), la mucosa (tejido
conjuntivo laxo), glándulas submucosas, y el tejido cartilaginoso.
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• Preparación P015 y P016: Intestino de Mamífero.
Corte transversal del intestino delgado de un ratón de laboratorio.
• Preparación P117: Intestino delgado.
Sección longitudinal del intestino delgado de un mamífero. Se observa la
mucosa intestinal con los pliegues típicos (vellosidades), las células
caliciformes, la submucosa con algún vaso sanguíneo, y las fibras musculares.
• Preparación P127: Mucosa gástrica.
Sección de la pared de un estómago de mamífero. Se aprecian las vellosidades
gástricas, con fosillas y pliegues, las glándulas gástricas con sus células
epiteliales mucosas, la submucosa (tejido conjuntivo) y la capa muscular
externa (fibras musculares lisas).
• Preparación P128: Tejido hepático.
Sección de una porción de hígado de mamífero. Se aprecia la forma poliédrica
de los hepatocitos.
• Preparación P137: Tejido pancreático.
Sección del páncreas de un mamífero típico. Se observan los núcleos de las
células acinares (páncreas exocrino) y los islotes de Langerhans (páncreas
endocrino).
• Preparación P131: Tejido renal.
Tejido renal de una rata de laboratorio. Se observan los túbulos conductores de
las nefronas, algunos glomérulos yuxtamedulares y varios capilares sanguíneos.
• Preparación P132: Riñón de rata.
Sección longitudinal de un riñón de rata. Se observan los glomérulos nefríticos
en la zona cortical con sus podocitos, y los radios medulares (túbulos
colectores).
• Preparación P129: Tejido linfático.
Sección de un nódulo linfático de mamífero. Se observa el tejido linfoide difuso,
los centros germinativos y los linfocitos.
• Preparación P130: Alveolos pulmonares.
En ellos tiene lugar el intercambio gaseoso. Se observan los septos alveolares
(tejido conjuntivo fibroso) y los capilares sanguíneos revistiendo los septos.
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• Preparación P126: Tejido pulmonar.
Sección transversal de una porción de pulmón de mamífero típico. Se observan
los alveolos, secciones de bronquiolos con células ciliadas y secciones de vasos
sanguíneos.
• Preparación P111: Sangre humana.
Se observan los eritrocitos, algunos leucocitos neutrófilos (núcleos lobulados) y
algunos linfocitos.
• Preparación P133: Túbulos seminíferos.
Muestra de tejido testicular de mamífero. Se observan el epitelio seminífero, un
epitelio estratificado formado por células espermatógenas en distintas fases de
la espermatogénesis y las células de Sertoli. Se aprecian algunos espermios
maduros.
• Preparación P134: Folículos ováricos.
Sección longitudinal del ovario de un gato. Se observa varios folículos ováricos
en distintas fases de desarrollo. En algunos de ellos se aprecia el oocito con su
membrana, su núcleo y su citoplasma lleno de mitocondrias. Se observan
también cuerpos lúteos.
• Preparación P138: Huevo de Anfibio.
Sección transversal del huevo de un sapo.
• Preparación P116: Mitosis.
Se observan varias fases de la mitosis en un corte transversal del huevo del
Nemátodo Ascaris lumbricoides, parásito del intestino delgado humano.
• Preparación P136: Cromatina.
Muestra de células con una tinción especial para marcar el ADN y el ARN.
• Preparación P139: Cromosoma masculino.
Se observa la morfología típica de los cromosomas Y.
• Preparación P140: Cromosoma femenino.
Se observa la morfología típica de los cromosomas X.
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Observación de preparaciones permanentes de ANIMALES.
• Preparación P027, P090 y P091: Cnidario (Pólipo).
Corte longitudinal del pólipo de Hydra sp. Se observan los cnidocitos en los
tentáculos.
• Preparación P032: Sertularia.
Hidroideo colonial de la clase Hydrozoa (Hidrozoos Cnidarios). Se observan los
pólipos dispuestos a ambos lados el eje, dentro de las hidrotecas.
• Preparación P035: Obelia.
Colonia hidroide del hidrozoo Obelia. Se distinguen las hidrotecas con pólipos
gastrozoides, y gonotecas con gonozoides.
• Preparación P036: Poliqueto.
Los Poliquetos son anélidos marinos muy comunes (aunque de vida discreta),
formados por segmentos corporales cilíndricos idénticos (metámeros), cada uno
de los cuales, con un par de apéndices laterales carnosos, llamados parápodos.
Se conocen unas 5.300 especies. Sección transversal de un poliqueto tipo Nereis.
Se observan las quetas laterales, la musculatura longitudinal, el celoma, el vaso
sanguíneo dorsal y el ventral, el intestino y los lóbulos bronquiales.
• Preparación P006 y P096: Oligoqueto.
Los Oligoquetos (Clase Oligochaeta) son Anélidos con metamerismo bien
desarrollado, sin las quetas laterales características de los Poliquetos. Se
conocen unas 3.100 especies. A ella pertenecen las Lombrices de Tierra.
• Preparación P092 y P108: Platelminto.
En la Preparación P092 se observa una Planaria de cuerpo entero (clase
Turbelarios). Se observan con detalle las células mucosas epiteliales y los
rabditos (secreciones alargadas). La boca es ventral, pero se ve la cavidad
faríngea y el intestino ramificado. La P108 es un corte transversal en el que se
observa la luz de la faringe con células endoteliales ciliadas, la musculatura de
la faringe y la cavidad faríngea.
• Preparación P038: Turbelario.
Los Turbelarios son una clase de Platelmintos. En esta sección transversal de un
turbelario típico se observa la faringe central, tejidos glandulares,
ramificaciones intestinales, musculatura...
• Preparación P093 y P094: Schistosoma.
Platelminto de la familia de los Tremátodos, endoparásito que causa la
Esquistosomiasis en el hombre, una de las principales enfermedades tropicales.
Utiliza un molusco como hospedador intermediario. Se observan dos ventosas
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fijadoras. La preparación P094 corresponde a una hembra, se observa el cuerpo
lleno de huevos. Las “Duelas” producen miles de huevos.
• Preparación P095: Huevos de Ascaris.
Ascaris es un gusano parásito del grupo de los Nemátodos, causante de la
Ascariasis. Los Nemátodos son animales pluricelulares alargados, de simetría
bilateral, que viven en los sedimentos acuáticos. Los hay marinos y de agua
dulce. Muchas especies son parásitos. Se conocen unas 12.000 especies. Si los
huevos de Ascaris son ingeridos, las larvas pasan por varios órganos hasta
llegar al intestino delgado. Una vez alojadas en el intestino, completan su
desarrollo hasta la madurez, llegando a medir varios centímetros.
• Preparación P099: Rotífero.
Los Rotíferos son animales pluricelulares solitarios, libres y nadadores, muy
pequeños (no superan 1 mm. de largo), que viven en los musgos, en las aguas
dulces y unas pocas especies marinas. Se conocen unas 1.500 especies. La
muestra corresponde al género Asplanchna.
• Preparación P023: Larva de Erizo de Mar.
Larva Pluteus de Erizo de Mar recién eclosionadas de los huevos. Los erizos de
mar son Equinodermos de la clase Echinoidea (Equinoideos).
• Preparación P039: Cyclops.
Cyclops es un Copépodo de agua dulce. Los Copépodos son una clase de
Crustáceos. Se aprecia el ojo naupliar, las antenas, el cefalotórax, patas,
segmentos abdominales y algunos sacos de huevos.
• Preparación P098: Pulga de Agua.
Las Pugas de Agua (Daphnia sp.) son crustáceos planctónicos. Se observan dos
antenas, el ojo compuesto, el tubo digestivo, los epipoditos con las setas
filtradoras, y el caparazón con su espina terminal.
• Preparación P100: Aparato bucal de Culícido.
Los Culícidos son Dípteros nematóceros. Su aparato bucal consta de una
trompa carnosa, varios estiletes y un par de palpos. Se trata de un aparato bucal
picador-chupador.
• Preparación P104: Aparato bucal de Múscido.
Se trata de un aparato bucal chupador, formado por una gran probóscide y una
labela.
• Preparación P101: Aparato bucal de Ápido.
Se trata del aparato bucal masticador-lamedor típico de las abejas, con dos
maxilas bien desarrolladas, un labio con forma de trompa y dos palpos.
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• Preparación P103: Aparato bucal de Lepidóptero.
Se trata de un aparato bucal chupador-lamedor, con una espiritrompa muy
desarrollada.
• Preparación P105: Aparato bucal de Ortóptero.
Los ortópteros (Saltamontes) tienen un aparato bucal mordedor formado por
varias piezas: Mandíbulas monocóndilas y maxilas.
• Preparación P012: Pata de Mosca Común.
En la pata de una mosca (díptero) se observan las dos uñas y los pulvilos
terminales, el tarso, la tibia, el fémur y el trocánter.
• Preparación P102: Pata de Abeja.
La pata de un himenóptero consta de seis podómeros: Coxa, trocánter, fémur,
tibia, tarso y pretarso.
• Preparación P106: Hormiga.
Las hormigas son himenópteros pertenecientes a la familia de los Formícidos.
Se observa la cabeza con los ojos y las antenas acodadas, el tórax, el pedicelo de
dos segmentos, y el abdomen.
• Preparación P022 y P029: Ácaros.
Los ácaros son artrópodos de la clase Arachnida (Arácnidos). Se han descrito
cerca de 50.000 especies de Ácaros. Los hay depredadores, fitófagos, parásitos...
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ÍNDICE DE PRÁCTICAS
Pág.
PRÁCTICA Nº 1: Observación de las bacterias del Yogurt. 19
PRÁCTICA Nº 2: Tinción Gram. 19
PRÁCTICA Nº 3: Extensión de la sangre humana. 21
PRÁCTICA Nº 4: Análisis de la célula vegetal. 22
PRÁCTICA Nº 5: Calibración de las esporas de Rhizocarpon geographicum. 23
PRÁCTICA Nº 6: Análisis del agua de una charca. 24
CATÁLOGO DE PREPARACIONES MICROSCÓPICAS
Observación de preparaciones permanentes de BACTERIAS. 25
Observación de preparaciones permanentes de ALGAS. 25
Observación de preparaciones permanentes de BRIÓFITOS. 26
Observación de preparaciones permanentes de HELECHOS. 26
Observación de preparaciones permanentes de HONGOS. 27
Observación de preparaciones permanentes de LÍQUENES. 27
Observación de preparaciones permanentes de PROTOZOOS. 28
Observación de preparaciones permanentes de HISTOLOGÍA VEGETAL. 29
Observación de preparaciones permanentes de HISTOLOGÍA ANIMAL. 31
Observación de preparaciones permanentes de ANIMALES. 35
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Se observan el epitelio seminífero, un epitelio estratificado formado por células espermatógenas en distintas fases de la espermatogénesis y las células de Sertoli
  • Muestra De Tejido Testicular De Mamífero
Muestra de tejido testicular de mamífero. Se observan el epitelio seminífero, un epitelio estratificado formado por células espermatógenas en distintas fases de la espermatogénesis y las células de Sertoli. Se aprecian algunos espermios maduros. • Preparación P134: Folículos ováricos.
En algunos de ellos se aprecia el oocito con su membrana, su núcleo y su citoplasma lleno de mitocondrias
  • Sección
Sección longitudinal del ovario de un gato. Se observa varios folículos ováricos en distintas fases de desarrollo. En algunos de ellos se aprecia el oocito con su membrana, su núcleo y su citoplasma lleno de mitocondrias. Se observan también cuerpos lúteos.