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Abstract and Figures

The following list includes all recognized species of amphibians, known by vouchers or published information to occur within the political borders of Brazil (until February 26th, 2019). The taxonomy follows Frost (2019). The known amphibian fauna of Brazil comprises 1136 species. The vast majority of species are anurans, including 1093 species (2 exotic invasives) representing 20 families and 105 genera, followed by caecilians, with 38 species in four families and 12 genera, and salamanders, with five species in a single family and genus.
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1
Herpetologia
rasileira
B
Abril de 2019
Uma publicação da Sociedade
Brasileira de Herpetologia
volume 8 número 1
Boana albopunctata
Castro - PR
© Haroldo Palo Jr.
Informações Gerais
é quadrimestral (com números em abril, agosto e
dezembro) e publica textos sobre assuntos de interesse
para a comunidade herpetológica brasileira.
Ela é disponibilizada em formato PDF apenas online,
na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia
(www.sbherpetologia.org.br) e nas redes sociais, ou
seja, não versão impressa em gráca. Entretanto,
qualquer associado pode imprimir este arquivo.
Arevista eletrônica
Herpetologia Brasileira
Trachycephalus mesophaeus
Ivoti - RS
© Harolo Palo Jr.
Foto da capa:
Aparasphenodon pomba
Cataguases MG
© Pedro Peloso
Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia:
Esta seção apresenta informações diversas sobre a SBH e é de responsabilidade da
diretoria da Sociedade.
Notícias Herpetológicas Gerais:
Esta seção apresenta informações e avisos sobre os eventos, cursos, concursos, fon-
tes de nanciamento, bolsas, projetos, etc., de interesse para nossa comunidade. A
seção também inclui informações sobre grupos de pesquisa, instituições, progra-
mas de pós-graduação, etc.
Notícias de Conservação:
Esta seção apresenta informações e avisos sobre a conservação da herpetofauna
brasileira ou de fatos de interesse para nossa comunidade.
História da Herpetologia Brasileira:
Esta seção apresenta ensaios, entrevistas e curiosidades sobre a história da herpeto-
logia Brasileira (e.g. congressos, histórias de campo, etc .…), buscando resgatar um
pouco a história da herpetologia brasileira para os dias atuais.
Trabalhos Recentes: Esta seção apresenta resumos breves de trabalhos publica-
dos recentemente sobre espécies brasileiras, ou sobre outros assuntos de interesse
para a nossa comunidade, preferencialmente em revistas de outras áreas.
Dissertações & Teses: :
Esta seção é publicada anualmente no primeiro volume do ano (abril) e apresenta
as informações sobre as dissertações e teses em qualquer aspecto da herpetologia
brasileira defendidas no ano anterior. Qualquer egresso ou orientador pode entrar
em contato diretamente com o editor da seção informando os seguintes dados refe-
rentes a dissertação ou tese defendida: (1) universidade e departamento/instituto;
(2) graduação; (3) data da defesa/aprovação; (4) programa de pós-graduação; (5)
aluno; (6) título; (7) orientador.
Seções Seções
Métodos em Herpetologia:
Esta seção trata dos métodos clássicos e de vanguarda referentes a herpe-
tologia. São abrangidos revisões e descrições de novos métodos empíricos
relacionados aos diversos métodos de coleta e análise de dados, represen-
tando a multidisciplinaridade da herpetologia moderna.
Ensaios & Opiniões:
Esta seção apresenta ensaios históricos e biográcos, opiniões sobre assun-
tos de interesse geral em herpetologia.
Resenhas:
Esta seção apresenta textos que resumem e avaliam o conteúdo de livros de
interesse para nossa comunidade.
Notas de História Natural & Distribuição Geográca:
Esta seção apresenta artigos que, preferencialmente, resultam de observa-
ções de campo, de natureza fortuita, realizadas no Brasil ou sobre espécies
que ocorrem no país.
Obituários:
Esta seção apresenta artigos avisando sobre o falecimento recente de um
membro da comunidade herpetológica brasileira ou internacional, conten-
do uma descrição de sua contribuição para a herpetologia.
Listas de Espécies Brasileiras:
Periodicamente a SBH publica a lista ocial de espécies de anfíbios e répteis
brasileiros.
A revista eletrônica Herpetologia Brasileira é quadrimestral (com números
em Abril, Agosto e Dezembro) e publica textos sobre assuntos de interes-
se para a comunidade herpetológica brasileira. Ela é disponibilizada ape-
nas online, na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia, ou seja, não há versão
impressa em gráca. Entretanto, qualquer associado pode imprimir este arquivo.
Editores Gerais:
Délio Baêta
(deliobaeta@gmail.com)
José P. Pombal Jr
(pombal@acd.ufrj.br)
Magno Segalla
(msegalla@gmail.com)
Notícias da SBH:
Rachel Montesinos
(kelmontesinos@gmail.com)
Gabriella Leal
(gabriellaleal7@gmail.com)
Notícias Herpetológicas Gerais:
Cinthia Aguirre Brasileiro
(cinthia_brasileiro@yahoo.com.br)
Mirco Solé
(mksole@uesc.br)
Paulo Sérgio Bernarde
(snakebernarde@hotmail.com)
Notícias de Conservação:
Luis Fernando Marin
(pulchella@gmail.com)
Corpo Corpo
Editorial Editorial
Débora Silvano
(deborasilvano@gmail.com)
Yeda Bataus
(yedabataus@gmail.com)
Ibere F. Machado
(iberemachado@gmail.com)
Cybele Lisboa
(cyb.lisboa@yahoo.com.br)
História da Herpetologia
Brasileira
Teresa Cristina Ávila-Pires
(avilapires@museu-goeldi.br)
Délio Baêta
(deliobaeta@gmail.com)
Trabalhos Recentes:
Daniel Fernandes da Silva
(danferufrj@gmail.com)
Ariadne Fares Sabbag
(ariadne.sabbag@gmail.com)
Adriano O. Maciel
(aombiologo@yahoo.com.br)
Rafael dos Santos Henrique
(rafa.henrique.biologia@gmail.com)
Dissertações & Teses:
Giovanna G. Montingelli
(mastigodryas@gmail.com)
Métodos em Herpetologia:
Alexandro Tozetti
(alexandro.tozetti@gmail.com)
Luis Felipe Toledo
(toledolf2@yahoo.com)
Ensaios & Opiniões:
Luciana B. Nascimento
(luna@pucminas.br)
Júlio César Moura-Leite
(jmouraleite@gmail.com)
Teresa Cristina Ávila-Pires
(avilapires@museu-goeldi.br)
Resenhas:
José P. Pombal Jr - Anfíbios
(pombal@acd.ufrj.br)
Renato Bérnils - Répteis
(renatobernils@gmail.com)
Notas de História Natural e
Distribuição Geográca:
Henrique Caldeira Costa - Répteis
(ccostah@gmail.com)
Carla Santana Cassini - Anfíbios
(carlacassini@gmail.com)
Obituários:
Francisco L. Franco
(franco@butantan.gov.br)
Listas de Espécies Brasileiras
Renato Bérnils - Répteis
(renatobernils@gmail.com)
Henrique Caldeira Costa - Répteis
(ccostah@gmail.com)
Magno Segalla - Anfíbios
(msegalla@gmail.com)
Paulo Christiano A. Garcia - Anfíbios
(pcagarcia@gmail.com)
Envio de Imagens:
Rodrigo Tinoco
(rodrigotinoco@herpeto.org)
SumárioSumário
Notícias Herpetológicas Gerais
Notícias da Sociedade Brasileira
de Herpetologia 16
13
26
31
36
41
65
Notícias de Conservação
Trabalhos Recentes
Ensaios & Opiniões
Lista das espécies brasileiras
Notas de História Natural
1312
Notícias da Sociedade
Brasileira de Herpetologia
A
Herpetologia Brasileira (HB),
revista eletrônica de divulgação
da Sociedade Brasileira de Her-
petologia, é produzida através da dedi-
cação de membros de nossa comunidade
herpetológica e busca a sincronia com as
demandas da nossa comunidade herpe-
tológica. Neste contexto a Herpetologia
Brasileira encontra-se em um processo
de mudança buscando uma revista mais
dinâmica e atualizada.
A HB é trimestral, publicando volumes
nos meses de abril, agosto e dezembro,
e atualmente inclui seções não periódi-
cas sobre: (1) Notícias da SBH; (2) No-
tícias Herpetológicas Gerais; (3) Notí-
cias de Conservação; (4) Dissertações
& Teses; (5) Resenhas; (6) Trabalhos
Recentes; (7) Mudanças Taxonômicas;
(8) Métodos em Herpetologia; (9) En-
saios & Opiniões; (10) Notas de Histó-
ria Natural; e (11) Obituários. Dentro
da proposta de atualização da HB pas-
saremos a publicar a partir do segundo
volume deste ano uma nova seção sobre
a História da Herpetologia Brasileira.
Além disto, a HB passa a publicar notas
de distribuição geográca de anfíbios e
répteis, reformulando a seção de Notas
de História Natural que passa a se cha-
mar: Notas de História Natural e Dis-
tribuição Geográca.
O objetivo da seção de História da
Herpetologia Brasileira é publicar his-
tórias da herpetologia brasileira, fatos
sobre a carreira de nossos pesquisado-
res, informações sobre a formação de
nossas coleções herpetologia, “contos
de campo”, curiosidades, etc … sobre
a formação da Herpetologia Brasileira
em diversos aspectos.
A seção de Notas de História Natural e
Distribuição Geográca (NHN & NDG)
irá publicar além das notas de história
natural, notas de distribuição geográ-
ca. A proposta é publicar em um pri-
meiro momento somente notas simples
de distribuição geográca das espécies
dentro de uma proposta de revisão rá-
pida e dinâmica. As NHN & NDG po-
dem ser submetidas diretamente para
os editores de seção Carlas S. Cassini
(Anfíbios) e Henrique C. Costa (Rép-
teis), e as normas para submissão en-
contram-se na contracapa de cada edi-
ção da HB. Em um primeiro momento
a HB não irá publicar listas regionais de
espécies, no entanto a expectativa é que
futuramente as listas sejam publicadas.
NOTA DOS EDITORES
Rhinella hoogmoedi
Morretes- PR
@ Haroldo Palo Jr.
1514
A seção e Dissertações & Teses também
irá passar por mudanças. Atualmente
a publicação desta seção é dependen-
te do envio das informações referentes
as defesas por parte dos orientadores,
no entanto a partir de agora qualquer
egresso do mestrado ou doutorado
pode enviar os dados diretamente a
editora de seção, referentes a defesa de
sua dissertação e tese. Esta seção passa
a ser publicada anualmente a partir
de 2020 no primeiro volume do ano,
em abril, e publicará as teses e disser-
tações defendidas no ano anterior. As
informações necessárias para publica-
ção encontram-se na contracapa da HB
e podem ser enviadas diretamente para
a editora da seção, Giovanna G. Mon-
tingelli.
A produção das revistas da SBH só é
possível graças à dedicação dos mem-
bros dos corpos editorias que dedicam
seu tempo à editoração. Devido a ou-
tras exigências prossionais e pessoais,
às vezes os editores são obrigados a re-
nunciar aos cargos para poder atender
a outras demandas, e permitir que ou-
tros pesquisadores passem a fazer par-
te dos corpos editoriais.
Agradecemos
imensamente aos editores:
Bianca V. M. Berneck (Editora Geral)
Fausto E. Barbo (Notícias da SBH)
Camila Both (Métodos de Herpetologia)
Denis Andrade (Métodos de Herpetologia)
Felipe Grazziotin (Métodos de Herpetologia)
Cynthia Prado (Notas de História Natural)
Marcelo Menin (Notas de História Natural)
Marcio Borges-Martins (Notas de História Natural)
Paula Valdujo (Notas de História Natural)
Ricardo Sawaya (Notas de História Natural)
Marinus S. Hoogmoed (Obituários)
Também damos boas-vindas
aos novos editores que passam a
integrar a Herpetologia Brasileira:
Rodrigo Tinoco (Editor gráco e contato para publicidade)
Gabriella Leal (Notícias da SBH)
Ibere Farina Machado (Notícias da conservação)
Cybele Lisboa (Notícias da conservação)
Daniel Fernandes da Silva (Trabalhos recentes)
Ariadne Fares Sabbag (Trabalhos recentes)
Adriano Maciel (Trabalhos recentes)
Alexandro Tozetti (Métodos em herpetologia)
Henrique Caldeira Costa - Répteis (Notas de História Natural e Distribuição Geográca)
Carla Santana Cassini - Anfíbios (Notas de História Natural e Distribuição Geográca)
A SBH e a Herpetologia Brasileira agradecem imensamente
aos nossos editores que deixam o nosso corpo editorial e dá
boas vindas aos novos editores.
Délio Baêta, & José P. Pombal Jr.
Editores Gerais – Herpetologia Brasileira
1716
Notícias
Herpetológicas Gerais
CONGRESSOS, REUNIÕES CIENTÍFICAS E WORKSHOPS
90 Congresso Brasileiro de Herpetologia
Data: 22 a 26 de julho de 2019.
Local: Universidade Estadual de Campinas, São Paulo.
Informações: https://9cbh.galoa.com.br/
2º Congreso Nacional de Viperidos
Mexicanos y Odismo
Data: 20 a 24 de maio de 2019.
Local: Universidad Autónoma de Aguascalientes, Aguascalientes,
Estado de Aguascalientes, Mexico.
Informações: https://www.internationalherpetologicalsymposium.com/
1918
33a Jornadas Argentinas de
Paleontología de Vertebrados
42nd International
Herpetological Symposium
Data: 29 a 31 de maio de 2019
Local: Museo Provincial de Ciencias Naturales “Dr. Arturo
Umberto Illia” e Centro Cultural Córdoba, Córdoba, Provín-
cia de Córdoba, Argentina.
Data: 19 a 22 de junho de 2019.
Local: Belize City, Belize.
Informações: 33japv.inscripcion@gmail.com
Informações: : https://www.internationalherpetologicalsymposium.com/
Biology of Pitvipers Symposium 3
Joint Meeting of
Ichthyologists and Herpetologists
Data: 11 a 14 de julho de 2019.
Local: The Geronimo Event Center, Rodeo, New Mexico, USA.
Data: 24 a 28 de julho de 2019.
Local: Snowbird Ski and Summer Resort, Snowbird, Utah, EUA.
Informações: https://www.biologyofthepitvipers.com/home
Informações: https://conferences.k-state.edu/jmih/
2120
IV Workshop de Fisiología Ecológica y
del comportamiento:
XX Congreso Argentino de Herpetología
Data: 28 a 30 de agosto de 2019.
Local: CENPAT/CONICET. Puerto Madryn, Província de Chubut, Argentina.
Data: 15 a 18 de outubro de 2019.
Local: Complexo Universitario Islas Malvinas (CUIM) da Universidad Nacional
de San Juan (www.unsj.edu.ar), Rivadavia, Provincia de San Juan, Argentina.
Data limite para envio
de resumos: 15 de julho
de 2019.
Primeira circular:
XXCAH-Facebook, AHA-
Web ou AHA-Facebook
E-mail de contato:
xxcahsanjuan@gmail.com
Informações: : https://sioclim.wordpress.com/
respuestas de los organismos a los cambios ambientales
y su rol para el manejo y la conservación
III Congreso de Áreas Protegidas de
Latinoamérica y el Caribe - III CAPLAC
VI Congreso Nacional de
Conservación de la Biodiversidad
Data: 14 a 17 de outubro de 2019.
Local: Centro de Convenciones, Lima, Perú.
Data: 15 a 18 de outubro de 2019.
Local: Universidad Nacional de La Rioja, La
Rioja, Provincia de La Rioja, Argentina.
Data limite para envio de resumos:
4 de março a 9 de agosto de 2019.
Informações: www.areasprotegidas-latinoamerica.org/
E-mail de contato: info@areasprotegidas-latinoamerica.org
Informações:
https://congreso-biodiversidad.com/
E-mail de contato: info.cnb6@gmail.com
2322
1º Congreso Paraguayo de Zoología (ICPZ)
Reunión de Comunicaciones de la
Asociación Paleontológica Argentina
Data: 25 a 29 de novembro de 2019.
Local: Asunción, Paraguay.
Data: 27 a 29 de novembro de 2019.
Local: Universidad Nacional de La Plata (Edicio Sergio Karakacho y Museo de
La Plata), La Plata, Província de Buenos Aires, Argentina.
Data limite para envio de resumos: 1 de setembro de 2019.
Informações: https://rcapa2019.fcnym.unlp.edu.ar/
Data limite para envio de resumos: 25 de agosto de 2019
Informações: https://congrezoopy.wixsite.com/congrezoopy ou Facebook - 1CPZ
E-mail: congrezoopy@gmail.com
9th World Congress of Herpetology
Data: 5 a 10 de janeiro de 2020.
Local: Dunedin, New Zealand.
Informações: www.wchnz.com/wch2020
2524
Cursos
Curso de pós-graduação: Modelos de Nichos Ecológicos Avanzados.
Data: 3 a 14 de junho de 2019.
Coordenadores: Andrés Lira Noriega.
Profesores convidados: Luis Osorio Olvera; María del Rosario Landgrave
Ramírez; Octavio Rafael Rojas Soto; e Marlon E. Cobos.
Sitio web: posgrado.inecol.edu.mx
Curso de Pós Graduação
Workshops
III Taller Argentino de Morfología
de Vertebrados
Data: 23 a 25 de setembro de 2019.
Local: Instituto de Bio y GeoCiencias del NOA (IBIGEO-CONICET),
Cafayate, Província de Salta, Argentina.
Sitio web: https://tallermorfovertebr.wixsite.com/website
2726
Notícias de Conservação
Fotografia da conservação na herpetologia:
um ensaio sobre os anfíbios ameaçados de extinção no Brasil
Pedro L. V. Peloso1, Ibere Machado2, Guilherme Becker3
Instituto de Ciências Biológicas, Universidade Federal do Pará (pedropeloso@gmail)
Instituto Boitatá de Etnobiologia e Conservação da Fauna (iberemachado@institutoboitata.org)
Department of Biological Sciences, The University of Alabama (guibecker.br@gmail.com)
cos focados na conservação de anfíbios bra-
sileiros. Com isso em mente, criamos o pro-
jeto DoTS (Documenting Threatened Species,
ou Documentando Espécies Ameaçadas em
português).
O Brasil é o país com a maior riqueza de espé-
cies de anfíbio no mundo, com mais de 1000
espécies (uma em cada 8 espécies de anfíbios
do mundo ocorre no Brasil). Segundo a ava-
liação nacional mais recente, o Brasil possui
pelo menos 42 espécies de anfíbio ameaça-
das de extinção (ICMBio, 2014). Para muitas
dessas espécies a quantidade de informações
biológicas é muito pequena caracterizando
grandes lacunas de conhecimento sobre as
mesmas. Para a maioria dessas espécies pou-
cas ou nenhuma imagem estão disponíveis.
O DoTS busca suprir essa demanda, através
de um projeto de Fotograa da Conservação,
cujo principal objetivo é documentar e divul-
gar para o Brasil e o mundo as nossas espécies
de anfíbio em perigo de extinção.
(Figuras 1–3).
O projeto DoTS vai além de documentar as
espécies. O projeto visa compreender quais
as ameaças imediatas às espécies ameaçadas
(Figura 4). Através de uma parceria com a
A
Fotograa da Conservação (Con-
servation Photography) é uma
disciplina que envolve a produção
de imagens com o objetivo de au-
mentar a conscientização do público sobre a
importância de problemas ambientais. Além
de documentar a biodiversidade e informar ao
público sobre os crescentes impactos antropo-
gênicos, a disciplina busca expor a importân-
cia da interconexão entre o bem estar humano
e a saúde das espécies e do meio ambiente. É
uma das nalidades da fotograa da conser-
vação inspirar as pessoas para que elas tomem
atitudes ou mudem seus comportamentos em
prol de uma causa (Mittermeier, 2005; Ward,
2008). A fotograa tem sido usada como fer-
ramenta na conservação há muitos anos; a
fotograa da conservação, contudo, só passou
a ser reconhecida como disciplina a partir do
início do milênio (Ward, 2008).
Em sua essência, a fotograa da conservação
une a fotograa da natureza, com informa-
ções cientícas ligadas à ecologia e evolução
na tentativa de promover a preservação das
espécies. Com a popularização da fotograa
digital e da internet, o conhecimento e divul-
gação de imagens ligadas à biodiversidade
mundial aumentou consideravelmente. No
entanto, ainda são poucos os projetos fotográ-
Universidade do Alabama o DoTS irá reali-
zar um estudo detalhado sobre possíveis in-
fecções nas espécies ameaçadas de extinção
por um patógeno de suma importância para a
conservação dos anfíbios: o fungo quitrídio—
Batrachochytrium dendrobatidis (Bd). Até o
momento (Fevereiro de 2019), o DoTS docu-
mentou nove das 42 espécies de anfíbios em
perigo de extinção no Brasil. Compreender o
status de conservação e as principais ameaças
às populações das espécies ameaçadas pode
ajudar na arrecadação de fundos para o estu-
do e proteção das espécies, além de auxiliar
a elaboração de planos de ação mais efetivos
retirar essas espécies do caminho da extinção.
O projeto tem como objetivo documentar to-
das as espécies, e pretendemos realizar esfor-
ços concentrados para encontrar populações
de espécies consideradas como possivelmen-
te extintas. A divulgação ampla de iniciativas
de conservação e de imagens impactantes das
espécies ameaçadas poderá mudar a percep-
ção da maioria das pessoas sobre os anfíbios.
Quanto mais pessoas estiverem a favor da pre-
servação desses animais, maiores serão nos-
sas chances de prevenir a extinção das espé-
cies atualmente ameaçadas, além de prevenir
que espécies que estão fora de risco possam se
tornar ameaçadas em um futuro próximo.
Para conhecer e acompanhar o projeto, visite
o site www.projetodots.org/ e o instagram @
projeto_dots.
Agradecimentos
O projeto Documenting Threatened
Species recebeu apoio nanceiro da
Fresno Chaee Wildlife Conservation
Fund. A identidade visual do projeto
foi criada em conjunto com o Projeto
Mantis (facebook.com/projetoman-
tis/).
Referências
ICMBio. 2016. Livro vermelho da fauna
Brasileira ameaçada de extinção. Insti-
tuto Chico Mendes de Conservação da
Biodiversidade, Brasília, 75p.
Mittermeier, C. G. 2005. Conservation
Photography: art, ethics, and action.
International Journal of Wilderness,
11: 8-13.
Ward. C. Conservation Photography.
Dissertação de mestrado, University of
Florida, Miami, 105p.
2928
Figura 1. A Salamandra-do-Pará, Bolitoglossa
paraensis é a única espécie de Caudata do Brasil
atualmente considerada ameaçada de extinção
no Brasil.
Figura 2. A belíssima perereca-de-capacete Aparasphenodon
pomba só é conhecida de uma única localidade em Minas Ge-
rais. A espécie é considerada como Criticamente em Perigo de
extinção.
Figura 3. Um dos anfíbios ameaçados de extinção mais conhecidos do Brasil é o
Melanophryniscus admirabilis. Este sapo só é conhecido de um trecho de 500m
no rio Forqueta, Rio Grande do Sul—sua presença ali resultou no cancelamento
de um projeto de construção de uma barragem no rio.
Figura 4. Região do Perau de Janeiro, em Arvorezinha, Rio Grande do Sul, mos-
trando um trecho do Rio Forqueta, habitat do Melanophryniscus admirabilis,
criticamente em perigo, e evidenciando o desmatamento da região anexa ao ha-
bitat do anfíbio.
3130
Trabalhos Recentes
Alves, R.R.N., B.M.C. de Araújo, I.S. Policarpo, H.M. Pereira, A.K.M. Borges,
W.L.S Vieira & A. Vasconcellos. 2019. Keeping reptiles as pets in Brazil: Eth-
nozoological and conservation aspects. Journal for Nature Conservation 49:9-
21. doi: https://doi.org/10.1016/j.jnc.2019.02.002.
I
ndependentemente de mui-
tas restrições legais, a manu-
tenção e o comércio de répteis
como pets vem aumentando
no Brasil ao longo dos últimos
anos. Os autores apresentam
uma análise do comércio e do
uso de répteis como pets no
Brasil e discutem suas impli-
cações.
Dados foram obtidos através de ques-
tionários semiestruturados aplicados à
719 proprietários, que foram contata-
dos em grupos de proprietários de rép-
teis na rede social Facebook. Um total
de 69 espécies de répteis foram repor-
tadas como pets no Brasil, das quais 39
são serpentes, 17 são lagartos, 12 são
quelônios e 1 espécie de crocodiliano.
Das espécies reportadas, 46 são nativas
do Brasil e 23 são exóticas, incluindo
espécies ameaçadas. Os proprietários
estão distribuídos em pelo menos 24
estados, com maior concentração no
Sudeste do Brasil e Distrito Federal. Os
proprietários geralmente adquirem os
animais através de compra, embora os
preços variam e são altos para algumas
espécies, o que torna a propriedade de
répteis mais comum entre indivíduos
de alta renda. Os preços são afetados
por fatores como beleza, padrão de co-
loração, tamanho, sexo e até raridade.
A manutenção de répteis como pets
gera preocupações de conservação ao
passo que a prática impacta diretamen-
te populações exploradas e é um poten-
cial caminho de introdução de espécies
invasoras, incluindo espécies exóti-
cas que já foram registradas em habi-
tats naturais no Brasil. Uma discussão
completa, abrangendo várias partes
interessadas — nomeadamente, pro-
prietários, comerciantes e autoridades
ambientais — é muito necessária para
abordar estratégias de gestão e propor
soluções factíveis. ONGs de conserva-
ção e de bem estar animal também de-
vem ser envolvidas nesse processo.
Editor: R. Henrique.
Polychrus acutirostris
São Carlos - SP
@ Haroldo Palo Jr.
3332
Dornas, R.A.P., F. Teixeira, G. Gonsioroski & R.A.A Nóbrega. 2019. Strain by
the train: Patterns of toad fatalities on a Brazilian Amazonian railroad. Scien-
ce of the Total Environment 660:493-500. doi: https://doi.org/10.1016/j.sci-
totenv.2018.12.371.
As infraestruturas de trans-
porte são diretamente respon-
sáveis pela morte de bilhões
de animais no mundo todo.
Embora o entendimento sobre o im-
pacto de rodovias tenha aumentado
recentemente, o impacto de ferrovias
na vida silvestre tem recebido menor
atenção. O conhecimento atual sobre
os impactos de ferrovias se concentram
principalmente em grandes mamíferos
embora anfíbios podem ser afetados.
O presente estudo tem como objetivo
desvendar os padrões temporais e espa-
ciais das fatalidades de sapos do gênero
Rhinella em uma ferrovia da Amazônia
brasileira, compreender como sapos
são mortos e estimar a magnitude das
fatalidades dos sapos. A coleta de da-
dos foi realizada trimestralmente entre
junho de 2013 a março 2017 na Estrada
de Ferro Carajás, monitorando um seg-
mento de 871 km da ferrovia inserido
na Floresta Amazônica. Foram realiza-
das 16 amostragens em oito segmen-
tos de aproximadamente 110 km cada
na ferrovia. potenciais para as fatali-
dades: atropelamento, ressecamento
ou sinais de barotrauma. Foi estimada
uma probabilidade surpreendente alta
de persistência de carcaça de 38 dias.
Depois de corrigir o viés da detecção
e remoção de carcaças, foi estimado
que aproximadamente 10.000 sapos
são mortos por ano (≈ 11 fatalidades/
km/ano). Um modelo GLM mostrou
que sapos foram mais propensos a se-
rem mortos na transição entre o seco
e o úmido. Foram identicadas zonas
críticas de fatalidades e e essas zonas
foram priorizadas de acordo com suas
intensidades. Os segmentos altamente
críticos abrangem >10% de todas as fa-
talidades embora eles cobrem apenas
1,5% da ferrovia. O estudo é o primeiro
a abordar a detecção e a persistência de
carcaças em ferrovias e desvendar os
padrões de fatalidade de uma espécie
de anfíbio em um clima tropical. Um
melhor entendimento dos padrões de
fatalidades de animais em ferrovias é
de fundamental importância para ge-
renciar e mitigar esse impacto.
Editor: R. Henrique.
Loebens, L., C.D. Hendges, S,M. Almeida-Santos & S.Z. Cechin. 2019. Morpho-
logical variation and sexual dimorphism in two sympatric dipsadine snakes
from Southern Brazil. Zoological Anzeiger. doi: https://doi.org/10.1016/j.
jcz.2019.03.004.
Serpentes apresentam gran-
de variação morfológica, in-
clusive entre sexos. A maioria
dessas variações são eviden-
ciadas apenas por medidas
lineares, que são geralmente
restritas a atributos de tama-
nho. Usando métodos morfométricos
tradicionais e geométricos, os autores
analisaram como os atributos de tama-
nho do corpo, e tamanho e forma da
cabeça variam entre sexos e espécies
de duas serpentes Tachymenini sim-
pátricas, Thamnodynastes strigatus e
Tomodon dorsatum. Foram mensura-
dos o tamanho corpóreo de 87 espéci-
mes de T. strigatus e 83 espécimes de
T. dorsatum. Também forama alisado-
so tamanho e a forma da cabeça de 146
espécimes de T. strigatus e 146 espéci-
mes de T. dorsatum. Os resultados in-
dicaram diferenças sexuais em alguns
atributos de tamanho corporal e de ta-
manho e forma da cabeça. Fêmeas de
ambas as espécies apresentaram maio-
res comprimento-rostro cloacal, massa
corporal, largura da cabeça, largura do
corpo e cabeças que machos. No en-
tanto, T. strigatus não é sexualmente
dimórca em tamanho da cabeça. -
meas de T. strigatus também exibi-
ram um alargamento da região parietal
comparadas aos machos, enquanto que
fêmeas de T. dorsatum exibiram foci-
nho mais largo que machos. Essas di-
ferenças sexuais podem ser resultado
de seleção de fecundidade e também
podem indicar que fêmeas consumem
presas maiores que machos coespecí-
cos. Ao nível de espécie, T. strigatus é
maior em tamanho do corpo e da cabeça
que T. dorsatum. A forma da cabeça de
T. strigatus é caracterizada por uma
cabeça mais alongada com escamas
frontal e prefrontal maiores e focinho
esguio comparadas a T. dorsatum. Di-
ferenças na forma entre essas duas ser-
pentes provavelmente evoluíram em
associação com divergências no uso do
habitat (e.g. terrestre e arborícola) e es-
pecialização na dieta (e.g. piscivoria e
malacofagia).
Editor: R. Henrique.
3534
Ramalho, W.P., R.F. Jorge, T.V.C. Guimarães, R.A.P. Pires, A.P. Peña & V. Guer-
ra. 2019. Structure and regional representativeness of the herpetofauna from
Parque Estadual da Serra de Caldas Novas, Cerrado, Central Brazil. Neotropical
Biodiversity 5:10-21. Doi: http://doi.org/10.1080/23766808.2019.1583305.
Anfíbios e répteis são diversi-
cados no bioma Cerrado mas
tem sido ameaçados pela per-
da e fragmentação de habitat,
assim como pela falta de com-
preensão da suas distribui-
ções.
Portanto, coleta e organização de in-
formação sobre espécies em ambientes
naturais são essenciais para conserva-
ção, especialmente em áreas protegi-
das (APs) e suas zonas adjacentes. Os
autores apresentam informações sobre
a composição e estrutura da herpeto-
fauna do Parque Estadual da Serra de
Caldas Novas (PESCAN) e sua repre-
sentatividade em comparação a outras
áreas protegidas (APs) do Cerrado. O
trabalho de campo foram conduzido
em 12 sítios amostrais de fevereiro de
2009 a fevereiro de 2010, utilizando
busca ativa e armadilhas de intercep-
ção e queda (pitfall traps). Foram re-
gistradas 41 espécies de anfíbios, com a
maior riqueza em áreas com vegetação
aberta e corpos d’água. Répteis foram
representados por 32 espécies, com
maior riqueza de espécies em ambien-
tes abertos do Cerrado. Ambas as co-
munidades de répteis e anfíbios foram
mais semelhantes a comunidades de
APs mais próximas geogracamente e
localizadas na região central do Cerra-
do (estado de Goiás e Distrito Federal).
O PESCAN possui 24,85% e 17,98%
de espécies de anfíbios e répteis ocor-
rendo em APs do Cerrado, respectiva-
mente. Essa grande representatividade
e alto número de endemismo (18 anfí-
bios e 7 répteis) enfatizam a importân-
cia do PESCAN, junto com outras APs,
para a manutenção da biodiversidade
regional. Além disso, os autores tam-
bém encorajam pesquisadores a avaliar
as comunidades de anfíbios e répteis
fora de APs, como reservas legais, e su-
gerem novas abordagens para o estudo
da biodiversidade de áreas protegidas.
Editor: R. Henrique.
Iguana iguana
Barão de Melgaço - MT
@Haroldo Palo Jr.
3736
Ensaios e opiniões
A herpetologia na Amazônia paraense da Região do Baixo
Tocantins: oportunidades para um professor universitário e
herpetólogo na região.
Ricardo Arturo Guerra-Fuentes (raguerraf@gmail.com)
Sou professor da Faculdade de
Ciências Naturais, do Campus
Universitário do Tocantins-
-Cametá/CUNTINS, da Uni-
versidade Federal do Pará/FAPESPA.
O Campus está localizado no Município
de Cametá, que juntamente com outros
dez municípios, integra a unidade ad-
ministrativa Região de Integração To-
cantins. A região ocupa parte do leito
do Rio Tocantins delimitada ao sul pela
Barragem de Tucuruí e a ao norte pela
desembocadura do Rio Acará, na Baía
do Capim. No Pará esta região é popu-
larmente denominada de Baixo Tocan-
tins (Brasil. Secretaria de Desenvolvi-
mento Territorial, 2009).
Durante quatro séculos o Rio Tocan-
tins tem sido usado como via de comu-
nicação, trânsito, desenvolvimento e
integração de bens e de pessoas entre
o norte e o centro-oeste do Brasil. Ao
longo desse período o Baixo Tocantins
foi sendo ocupado e explorado cada
vez mais intensamente e nele foram
desenvolvidos sucessivos ciclos agrí-
colas (borracha, pimenta, dendê, açaí)
e, mais recentemente, as atividades de
mineração e de produção de energia
(Brasil. Secretaria de Desenvolvimento
Territorial, 2009).
Na região do Baixo Tocantins há uma
abundância de paisagens naturais.
A região inclui a planície de inunda-
ção do Rio Tocantins, e possui uma
paisagem em mosaico dominada por
formações orestais entremeadas por
formações savânicas, e que são regio-
nalmente denominadas de “campos de
natureza”, ademais de extensas áreas
de várzea (Mapa de vegetação do Brasil,
2004). Durante o Plio-Pleistoceno/Ho-
loceno a parte baixa da drenagem ama-
zônica, que inclui o Baixo Tocantins,
sofreu alterações devido às atividades
tectônicas e às utuações marinhas.
A paisagem em mosaico é produto des-
ses processos, os quais afetaram os pa-
Universidade Federal do Pará
Campus Universitário do Tocantins-Cametá
Trav. Pe. Antônio Franco, 2617 - Bairro da Matinha
Cametá, PA, Brasil, 68400000
drões atuais da biodiversidade (Rosset-
ti & Toledo, 2006). E, embora a região
esteja próxima ao grande centro de Be-
lém e tenha sido historicamente ocupa-
da, há poucos trabalhos amostrando a
diversidade de vertebrados terrestres.
Há, portanto, muito a ser estudado. Se,
por um lado, a limitação de informa-
ções sobre a fauna regional traz dicul-
dades, por outro representa um imenso
potencial para estudos.
Há, claro, diculdades. A maior de-
las neste momento é a desigualdade,
a nível nacional, na distribuição dos
recursos cientícos. A Fundação Ama-
zônia de Amparo a Estudos e Pesquisa
do Pará/FAPESPA, que é a fundação
de amparo à pesquisa estadual, é rela-
tivamente recente (fundada em 2007;
Fundação Amazônia de Amparo a Es-
tudos e Pesquisa, 2019), e seu apoio a
pesquisas ainda é esporádico e instá-
vel. Aliado a isso, os trabalhos de cam-
po na Amazônia têm um custo em geral
mais elevado do que em outras regiões
do país, devido à logística necessária.
Afora os deslocamentos aéreos, sempre
caros, os rios são as principais vias de
comunicação. Para navegar é preciso
ter um barco e um motor, e a depender
do tamanho do barco um piloto e uma
experiente equipe de bordo. O acesso a
áreas de interesse é demorado, e a lon-
ga estação chuvosa diculta este aces-
so. Esta realidade limita o tamanho e
a capacidade das equipes deslocadas
para as áreas de estudo. Considerando-se
os gastos com deslocamentos, disponibi-
lizar e manter uma infraestrutura de cole-
ta durante várias semanas demanda um
volume signicativo de recursos nancei-
ros.
A comunicação na Amazônia é outra di-
culdade relevante que devemos consi-
derar. Os avanços nas telecomunicações
permitem ao pesquisador de imediato o
acesso a bancos bibliográcos, o contato
com outros pesquisadores, ou a transmis-
são de grandes volumes de informação.
No entanto este avanços dependem de
redes de comunicação estáveis (via cabo,
satélite ou rádio). Em grandes extensões
territoriais da região Norte estes serviços
são muito precários ou eles inexistem.
Regionalmente os recursos cientícos es-
tavam concentrados nas capitais. A im-
plementação de estudos e projetos para o
estudo e monitoramento da diversidade
biológica dependem de uma infraestrutu-
ra minimamente planejada para atender
a esta demanda especíca. O processo de
interiorização da UFPA foi desenvolvido
com grande ênfase na docência. Poucos
campi no interior do Pará possuem os re-
cursos humanos e materiais para desen-
volver estes estudos, e o maior volume
destes está concentrado em Belém. Este
cenário está mudando a partir das de-
mandas especícas colocadas por pesqui-
sadores que desenvolvem seus estudos
com diversos níveis da biodiversidade.
3938
Diculdades, contudo, trazem tam-
bém oportunidades. Sou estrangeiro
residente no Brasil há quase 30 anos.
Durante a maior parte deste tempo
trabalhei em instituições de ensino e
de pesquisa no Estado de São Paulo. A
Região Sudeste do Brasil concentra a
maioria dos especialistas e, em decor-
rência disso, grande parte da produção
cientíca em répteis e anfíbios (Sabino
& Prado, 2006). No sudeste há uma in-
tensa disputa por recursos e espaços de
pensamento/ação prossional. Minha
migração para o norte é uma excelen-
te possibilidade de trabalho. No norte a
amplidão do espaço geográco é ampli-
dão para o espaço prossional. Como
docente numa universidade federal, o
desenvolvimento da pesquisa em her-
petofauna está integrado às minhas
obrigações de docência, pesquisa e ex-
tensão.
Estamos desenvolvendo no Baixo To-
cantins uma rede de trabalho para
amostrar a fauna de vertebrados terres-
tres com ênfase na herpetofauna. Para
isto estamos capacitando recursos hu-
manos nas atividades de coleta, iden-
ticação e monitoramento faunístico.
Conjuntamente estamos instalando
uma infraestrutura de processamento,
armazenamento e análise dos dados
coletados.
Os recursos da UFPA para reformas e
manutenção de espaços pedagógicos
laboratoriais tem sido fundamentais
para complementar a falta de recursos
especícos. Muitas das práticas de dis-
ciplinas biológicas dependem de equi-
pamentos e suplementos que são utili-
zados em trabalhos de amostragem de
fauna. Estamos adequando os nossos
espaços de ensino para atender a de-
manda de pesquisa tanto das nossas
equipes como a de outros especialistas
que devem se somar à tarefa da amos-
tragem biológica. Uma oportunidade
também para capacitar nossos discen-
tes para o estudo da biodiversidade. O
nosso público é formado por estudan-
tes de licenciatura, o que nos permite
trabalhar com uma mão de obra po-
tencialmente inuente nos ambientes
formais de ensino. Os nossos alunos
têm a preocupação de aprender sobre
a diversidade biológica e de aprender a
como ensinar sobre ela.
O sucesso destas iniciativas depende de
conseguirmos estabelecer uma rede de
colaboração e apoio com os atores so-
ciais da região, incluindo as prefeituras,
as lideranças regionais de comunida-
des tradicionais ribeirinhas, quilom-
bolas e indígenas, e os setores privados
dos empreendimentos agrícolas (p.ex.,
plantações de dendê e açaí), da criação
pecuária e da extração legalizada de
madeira. A criação de uma estrutura de
amostragem de fauna terrestre na re-
gião do Baixo Tocantins inuenciará na
discussão e no desenvolvimento de po-
líticas regionais para a administração e
conservação ambiental. A nossa proxi-
midade do centro de excelência Museu
Paraense Emílio Goeldi nos permitirá
potencializar estes estudos.
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53–144.
4140
Notas de História Natural
Fritziana mitus Walker et al., 2018 (Anura: Hemiphractidae) a
recent new species with a long history.
José A. Langone.
Departamento de Herpetología. Museo Nacional de
Historia Natural. Casilla de Correo 399. Montevideo.
11.000. Uruguay. (pp.langone@gmail.com)
Recently Walker et al. (2018) describe a
new species of Fritziana Mello-Leitão,
1937, F. mitus, whose distribution in-
cluded localities of the Brazilian states
of São Paulo, Paraná, Santa Catarina
and Rio Grande do Sul. This is the spe-
cies of the genus that occupies the larg-
est geographic area and the only one
so far south of the Tropic of Capricorn.
The other six species described are
known at present from scarce locations
to the north (States of Rio de Janeiro,
Minas Gerais and Espirito Santo).
The authors present a partial chresony-
my (sensu Smith & Smith, 1972) in
which they include several of the names
applied to populations of F. mitus in
post-1980 publications. However, the
species has a much broader previous
history.
Charles Darwin (1879) reproduce a let-
ter send to him by Fritz Müller with re-
marks on a specimen of anuran deter-
mined has “Hylodes?” from Blumenau,
State of Santa Catarina.
Although Darwin does not comment
on F. Müller’s observations on the am-
phibian, the characteristics present in
the specimen, that is also gurate (see
Figure 1 in Darwin, 1879), and its geo-
graphical origin leave no doubt about its
identity as F. mitus. According to the let-
ter of F. Müller, the specimen had been
collected in a bromeliad and had count-
ed a total of nine eggs arranged on the
back (although in the gure presented
there are no well-dened limits between
them). This would be the rst formally
published observation of the female’s
habit of carrying eggs on the back not
only in the species, but in the genus.
Goeldi (1895) republishes the obser-
vations and the gure of F. Müller,
although assuming that they belong
to Hyla goeldii Boulenger, 1895 (now
Fritziana goeldii).
Miranda-Ribeiro (1920) took Müller’s
observations and cited them again,
translated it into Portuguese and also
includes the species goeldii and ohausi
Wandolleck, 1907 in a new genus, Frit-
zia (preoccupied and now synonymous
of Fritziana) honoring the German
naturalist in this way.
foto inferior:
Rhynella inopina
Aporé - GO @ Haroldo Palo Jr.
foto superior:
Dendropsophus minusculus
Baturité - CE @ Haroldo Palo Jr.
4342
Later Müller (1924) describes the mor-
phological characteristics of three spec-
imens collected by Wilhelm Ehrhardt
from “Humboldt (Flussgebiet des Rio
Corvo)” in Santa Catarina, and deter-
mined as Hyla ohausi (now Fritziana
ohausi). This citation is included in the
synonymic list of Hyla goeldii by Co-
chran (1955).
One of the specimens described by L.
Müller is now present in the collections
of the Museum für Naturkunde of Ber-
lin (ZMB 68189) and is cited by Gutsche
et al. (2007) how Flectonotus cf. ssilis.
These authors also comment that: “The
specimen may represent a new species
rather than reect an increasing geo-
graphic distribution range of F. ssilis,
but more samples are necessary for a
precise identication”. This specimen
represents F. mitus.
Based in a female specimen (MNH-
CI 2494) from Limeira, Serra da Pra-
ta, Guaratuba municipality, Segalla &
Langone (2004) included Flectono-
tus ohausi in the amphibian red list
of Paraná and determine that the con-
servation status of this species was DD
(Data Decient). This citation should
also be considered as of F. mitus.
A complementary chresonymy to the
one presented by Walker et al. (2018)
and considering the locations that are
mentioned in the literature, it would
include the following applied names:
Hylodes?: Müller in Darwin, 1879:463.
Hyla goeldii (non Boulenger, 1895): Goeldi, 1895:94 (part).
Fritziana goeldii: Beçak, 1968:192; Beçak et al., 1975:30.
Fritziana cf. ssilis: Guix et al., 2000:101; Gutsche et al., 2007:87; Garcia
et al., 2007:87 (part).
Flectonotus ohausi (non Wandolleck, 1907): Bertoluci & Rodriguez,
2002:164; Segalla & Langone, 2004:552; Araujo et al., 2013:245; Arau-
jo et al., 2009:198; Verdade et al., 2009:584; Araujo et al., 2010:261;
Forlani et al., 2010:280; Rossa-Feres et al., 2011:51; Duellman & Trueb,
2015:g. 9.8C.
Flectonotus ssilis (non Miranda-Ribeiro, 1920): Pombal & Gordo,
2004:252; Garcia et al., 2007:87 (part); Araujo et al., 2009:198; Ros-
sa-Feres et al., 2011:51; Cicchi et al., 2009:204; Condez et al., 2009:161;
Verdade et al., 2009:584; Forlani et al., 2010:280; Araujo et al., 2013:245;
Duellman & Trueb, 2015:g. 9.8A
Flectonotus goeldii: Araujo et al., 2009:198; Rossa-Feres et al., 2011:51.
Flectonotus cf. goeldii: Cicchi et al., 2009:204.
Flectonotus sp.: Cunha et al., 2010:129.
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Notes on the lizard community at a restinga protected area in
the state of Rio de Janeiro, southeastern Brazil.
Roberta A. Murta-Fonseca1*, Angele R. Martins1,5, Jéssica Fratani2, Camila Mattedi1, Rafael Pon-
tes1, Amaurício L. R. Brandão3, Roberta R. Pinto4
1 - Universidade Federal do Rio de Janeiro,
Museu Nacional, Departamento de Vertebra-
dos, Setor de Herpetologia, Quinta da Boa
Vista, 20940-040 Rio de Janeiro, RJ, Brazil.
2 - Instituto de Herpetología, Fundación Mi-
guel Lillo-CONICET, Miguel Lillo, 2514000
San Miguel de Tucumán, Argentina.
3 - Instituto Federal de Educação, Ciência e
Tecnologia do Ceará, Campus Acaraú. Aveni-
da Desembargador Armando de Sales Louza-
da, Monsenhor Edson Magalhães, 62580000,
Acaraú, CE, Brazil.
4 – Laboratório de Diversidade de Anfíbios e
Répteis, Museu de Arqueologia da Universi-
dade Católica de Pernambuco, Rua Oliveira
Lima, 824, Boa Vista, 50055-390 Recife, PE,
Brazil.
Abstract
Restingas are ecosystems of complex
types of coastal vegetation inserted in
the Atlantic Forest biome which have
been subjected to intense human im-
pact and degradation in the last de-
cades. Studies on the ecological factors
that shape lizard communities remain
as a remarkable initiative of better
understanding such complex types of
habitats. In this study we analyze the
natural history aspects of the lizard
community in four areas within Parque
Estadual da Costa do Sol, Rio de Ja-
neiro, Brazil. We gathered data on the
5 – Laboratório de Anatomia Comparativa de
Vertebrados, Departamento de Ciências Fisio-
lógicas, Campus Darcy Ribeiro, Universidade
de Brasília, 70910900 Brasília, DF, Brazil.
*Corresponding author
Correspondence:
robertamfonseca@outlook.com;
angelemartins@gmail.com;
jessicafratani@gmail.com;
ca.mattedi@gmail.com;
rafaelcunhapontes@hotmail.com;
amauriciolopes87@yahoo.com.br;
robertarich@gmail.com.
composition, distribution of species,
and microhabitat usage during a short-
term eldwork. For such purposes, we
conducted four quarterly eld expedi-
tions from May 2012 to January 2013,
and data was gathered through the
use of time constrained active search.
Seven species of lizards were recorded
in the area, with a relative abundance
of 1.45 individuals/hour. Lizard spe-
cies abundance was higher in Dunas
and Massambaba areas, compared to
Área de Proteção Ambiental Pau Bra-
sil (A.P.A. Pau Brasil). Species richness
4746
was equal for both rainy and dry sea-
sons. Lizard microhabitat occupancy
was categorized into seven ranks that
varied between species in each of the
four studied areas. The lizard commu-
nity found within the studied areas is
similar to those from previous studies
carried out in restinga habitats and
dry forests along the Brazilian coast.
Our results highlight the importance on
the conservation of such areas in order
to ensure the viability of lizard popula-
tions found therein.
Keywords:
Natural history; microhabitat use;
Parque Estadual da Costa do Sol;
reptiles; spatial distribution; temporal
distribution.
Introduction
Environmental resources are parti-
tioned in three basic ways: temporally,
spatially, and trophically; that is, spe-
cies dier in time, rate and period of
activity, habitats exploited, and/or prey
ingested (Pianka, 1973). Ectotherm
animals have the ability to link their
life-history traits to environmental uc-
tuations, thus spatial and temporal het-
erogeneity in thermal regimes will gen-
erate corresponding variation in body
temperatures, rates of feeding, growth,
and reproduction (Shine, 2005). This
ability turns reptiles to display more
spatiotemporal heterogeneity in their
life-history traits in comparison to en-
dothermic vertebrates (Shine, 2005).
Microhabitat usage inuences the gen-
eral ecology of lizards, and preferences
are pronounced even within subterra-
nean, terrestrial or arboreal species
(Pianka, 1973), with the election of par-
ticular substrates, perch height, vegeta-
tion densities or other aspects of hab-
itat structure (Pianka, 1973; Adolph,
1990; Dias & Rocha 2004; Van Sluys et
al., 2004; Vrcibradic & Rocha, 2005).
Habitat usage by each lizard species re-
ects the most appropriate niche that
is both thermal and morphologically
suitable, and that also suits its behav-
ioral preferences (Adolph, 1990). As for
habitat use, distinct temporal distribu-
tion also leads to exploitation of dier-
ent resources, reducing competition
among lizard species (Pianka, 1973;
Bergallo & Rocha 1993; Hatano et al.,
2001). Thus, sympatric lizards are
known to usually partition the spatial
and temporal resources in a wide vari-
ety of habitats and climatic conditions
(Bergallo & Rocha 1993; Hatano et al.,
2001; Dias & Rocha, 2004).
Restingas are ecosystems of complex
types of coastal vegetation inserted
in the Atlantic Forest biome (IBGE
2004), characterized by sandy soil and
xeric-like vegetation with low canopy
prole under high oceanic inuence
(Assumpção & Nascimento, 2000).
This ecosystem has been subjected to
intense human impact and degradation
in the last decades (Rocha et al., 2005),
thus natural history researches on the
living organisms are fundamental for
establishing conservation measures in
such areas. Although many ecological
studies in this sense have been carried
out in restinga habitats, (e.g., Costa et
al., 1990; Araújo, 1991; Rocha, 2000;
Rocha et al., 2000; Rocha et al., 2004;
Carvalho et al., 2007; Martins et al.,
2012; Rocha et al., 2014), more eorts
must be applied to achieve a better un-
derstanding of the lizard communities
found in these environments, especially
those of special concern regarding their
conservation. In that sense, studies on
the ecological factors of lizard com-
munities remain as a remarkable way
of better understanding such complex
types of habitats (Rocha et al., 2003).
Therefore, the aim of the present study
is to provide notes on the natural his-
tory aspects of the lizard community at
Parque Estadual da Costa do Sol and
surrounding areas, gathering data on
the composition, distribution of spe-
cies, and microhabitat usage during the
conduction of our study.
Material and Methods
Study area
The Parque Estadual da Costa do Sol
(PECS) is a legally protected area in-
serted in the political region known as
Região dos Lagos, in northeastern Rio
de Janeiro state, Brazil. The fragments
included in the area cover 98.4km² and
are subdivided into four macro-areas
(Atalaia-Dama Branca, Massambaba,
Pau Brasil, and Sapiatiba) covering the
municipalities of Saquarema, Araru-
ama, São Pedro da Aldeia, Cabo Frio,
Arraial do Cabo, and Armação dos
Búzios. Such macro-areas harbor dier-
ent and complex types of coastal Atlan-
tic Forest vegetation, including forested
areas and xeric-like restinga vegetation.
In Região dos Lagos, the climate is con-
sidered peculiar due to rainfall decit;
annual temperature mean ranges from
18–23°C, while amplitude varies from
9–50°C, and relative air humidity av-
erage is around 83% (Bernardes, 1952;
Dantas et al., 2001; Bohrer et al., 2009).
Both dry and rainy seasons are well es-
tablished and clearly observable, with
the dry season extending from April to
September, with rainfall rates varying
from 0–300 mm; and rainy season ex-
tending from October to March, with
rainfall rates ranging from 900 mm
to 1,800 mm (g. 1; this study; Golfari
& Mossmayer, 1980; Barbieri, 1984).
4948
We sampled four sites with distinct en-
vironmental patterns – mainly vegeta-
tion, solar input, water availability and
substrate (g. 2) – as follows:
Dunas (22°54’43’’S; 42°02’’45W, WGS84):
Located in the municipality of Cabo
Frio, this area corresponds to the sec-
ond sand dune system parallel to ocean.
Most of the area is covered by sandy
soil with high solar input, and no leaf
litter. The vegetation occurs sparsely in
blotches of restinga vegetation, shrub-
by in its most, being composed by bro-
meliads, cacti, and arboreal species
with low prole (1–2 m) which acts as
refugee for species. In depressed areas,
temporary and even permanent ponds
occur, being surrounded by herbaceous
vegetation. The microhabitats investi-
gated in this area were sand, bromeli-
ads, trunks, branches, and leaves (see
data analysis).
A.P.A. Pau Brasil (22°48’S, 41°56’W
WGS84): Located in the municipality of
Armação dos Búzios, the area encom-
passes the largest remnant of Semide-
Figure 1. Averages of abiotic variables gathered in the present study during May
2012 to January 2013 in four sites at Parque Estadual da Costa do Sol (PECS) and
surroundings. Rainfall data were obtained through a meteorological station located
at Arraial do Cabo municipality (INMET, 2013).
cidual Forest in the region. It is covered
by low relief prole, sloped near the
coast, arboreal vegetation, with can-
opy layers reaching 3–7 m and dense
understory composed by woody vines,
cacti, bromeliads, and herbaceous spe-
cies with dense and thick leaf litter. So-
lar input is relatively low in comparison
to other areas due to high canopy cover,
and high density of vegetation, which
rarely exhibits large open areas (Bohrer
et al., 2009), except for those aected
by human deforestation. At A.P.A. Pau
Brasil, the microhabitats investigat-
ed were bromeliads, leaf litter, trunks,
branches, leaves, and ground, as well as
some disturbed areas, such as human
habitations and roads.
Massambaba: Located in the Municipal-
ity of Arraial do Cabo (22°56’S, 42°05’ W
WGS84), the area consists of a narrow
sandy stripe between the Atlantic Ocean
and Lagoa de Araruama, composed of
low sandy dunes with predominance
of restinga halophilous-psamophilous
reptant vegetation. It is covered by
sparsely distributed and moderate-size
patches of bush vegetation, bromeliads,
cacti, and succulent species, yet not
reaching 1.5 m high, except by arboreal
exotic species as casuarina trees (Ca-
suarina equisetifolia Forst. & Forst.)
(Maia-Carneiro et al., 2012). Out of
clusters of vegetation, the soil is most-
ly composed by sand with high solar
input. Temporary or permanent water
bodies are absent in these open areas.
The investigated microhabitats were
sand, bromeliads, leaf litter (among
clusters of vegetation), trunks, branch-
es, leaves, and some demolished hous-
es, herein considered as disturbed ar-
eas.
Peró: Located in the municipality of
Cabo Frio (22°51′ S, 41°58′ W WGS84),
the area is between the two fragments
of A.P.A Pau Brasil. It corresponds to
beach clis fragments with elevation
ranging from 0.5–4 m above sea level.
To the mainland, and after the beach
stripe, the sandy soil supports only her-
baceous and shrubby vegetation formed
by low prole woody plant species with
succulent leaves. Cacti and bromeliads
can also be found in abundance. Large
patches of arboreal vegetation are ob-
served near sandy dunes region with
arboreal species reaching 1.5–2 m. Out
of the patches of vegetation, the soil is
mostly sandy, but with occurrence of
grass and low-prole vegetation, and
high solar input (Cordeiro, 2005). The
microhabitats investigated were sand,
bromeliads, leaf litter, trunks, branch-
es, and leaves.
5150
Data collection
Fieldwork was carried out quarterly
from May 2012 to January 2013, result-
ing in four eld expeditions, being the
eldworks of May and July considered
within the dry season and those of Octo-
ber and January within the rainy season
(see “Study area” season characteriza-
tion). Each expedition lasted four days,
one for each site, using the method of
time constrained active search in three
dierent periods of the day: morning
(beginning about two hours after the
sunrise), crepuscular (half an hour be-
fore the sunset), and nocturnal (two
hours after the sunset). The method
consisted of a team of ve researchers
investigating available microhabitats
(e.g., emergent vegetation, bromeliads,
burrows, tree trunks, rock logs) during
a period of 1 hour. For each specimen
recorded we collected information on
the microhabitat usage. Total eort ap-
plied was 15 person-hour per area, 60
person/hour per eld expedition, and
240 person/hour considering all sam-
pling period. A pilot eldwork was car-
ried out in October 2011, with the same
methodology. The specimens recorded
on the pilot expedition and individuals
recorded by other methods (e.g., occa-
sional encounters) were accounted only
for generating the species list and mi-
crohabitat usage analyses, but not for
abundance. Species with diurnal habits
registered at night were not considered
for activity data, as we were not avail-
able to distinguish whether activity was
researcher-induced or not. Therefore,
activity was considered mostly when
individuals were foraging, thermoregu-
lating or feeding. Air temperature and
relative humidity were taken on the be-
Figure 2. Studied areas and delimitation of the Parque Estadual da Costa do Sol
(colored in green, orange, blue and pink). Green: Massambaba; orange: Atalaia-Da-
ma Branca; blue: Pau-Brasil; pink: Sapiatiba, Rio de Janeiro state, Brazil. Legend:
MA – Massambaba; DU – Dunas; PE – Peró; PB – A.P.A. Pau Brasil. Municipalities
are provided inside grey limits.
ginning and the end of the eld work
using a digital thermohigrometer to
nearest 0.1°C and 0.1%, respectively.
Rainfall rates were obtained through
a meteorological station located at Ar-
raial do Cabo municipality (INMET,
2013), which is the closest station from
most sampled localities and thus we as-
sume it has experienced similar climat-
ic conditions.
Voucher specimens were collected ac-
cording to licenses for scientic activi-
ties issued by ICMBio and INEA, xed
following the standard procedures of
McDiarmid (1994), and deposited at
the reptile collections of Museu Nacio-
nal / Universidade Federal do Rio de
Janeiro (MNRJ) (Appendix 1). Non-eu-
thanized specimens were released in
the same area of collection at the end
of each day. Examined specimens are
listed in Appendix 1. Specimens were
classied following the nomenclature
adopted by Uetz et al. (2018) and iden-
tied by direct comparisons with liter-
ature data and specimens in the reptile
collections of MNRJ.
Data analysis
According to eld observations and mi-
crohabitat usage recorded for individ-
uals, seven categories of microhabitats
were selected to account for spatial dis-
tribution: sand (SA), bromeliads (BR),
leaf litter (LL), trunks and branches
(TR), leaves (LE), disturbed area (DA),
and ground (GR). A specimen was con-
sidered occupying a habitat when re-
corded or captured on it.
We applied chi-square tests in order to
test the preferences for certain types of
microhabitats by Tropidurus torqua-
tus (Wied, 1820) (Tropiduridae). The
test was applied only for this species
because sample size for other species
was very small (see table 2), and sta-
tistical analysis would be subjected to
sampling biases. We considered results
signicant when p < 0.5.
Two Mabuyidae species are known to
occur in sympatry along the restingas
of southeastern Brazil (Vrcibradic &
Rocha 1996, 2002a,b): Brasiliscincus
agilis (Raddi, 1823) and Psychosaura
macrorhyncha (Hoge, 1946). Because
the identication and distinction of
both taxa are hampered by visual re-
cord solely, specimens that were not
captured were not identied to species
level. Therefore, “Mabuyidae spp.” is
represented by both B. agilis (presence
conrmed by collected specimens) and
P. macrorhynca (presence conrmed
by photographs). However, readers
must be aware that when referring to
Mabuyidae spp. for abundance, micro-
habitat use, and temporal and spatial
distribution, it might refer to (1) both B.
agilis and P. machrorhyncha, (2) only
B. agilis, or (3) only P. macrorhyncha.
These possibilities reect the fact that
most mabuyid specimens were record-
ed only by visual records.
5352
Table 1. Number of individuals registered at Parque Estadual da Costa do Sol and
surroundings with the active search methodology, from May 2012 to January 2013,
in the four sites studied, at Rio de Janeiro state, Brazil. Legend: PE – Peró; DU –
Dunas; MA – Massambaba; PB – A.P.A. Pau Brasil. *Specimen found dead.
Results
Seven lizard species were recorded
in the area, distributed in Anguidae
(1 sp.): Ophiodes fragilis (Raddi, 1826);
Gekkonidae (1 sp.): Hemidactylus
mabouia (Moreau de Jonnès, 1818);
Liolaemidae (1 sp.): Liolaemus lutzae
Mertens, 1938; Mabuyidae (2 spp.):
Brasiliscincus agilis (Raddi, 1826) and
Psychosaura macrorhyncha (Hoge,
1946); Teiidae (1 sp.): Ameiva amei-
va (Linnaeus, 1758); and Tropiduridae
(1 sp.): Tropidurus torquatus (Wied,
1820). Ophiodes fragilis was recorded
through a single carcass found by occa-
sional encounter.
Field expeditions resulted in an abun-
dance of 1.45 individual/hour. During
the dry season, lizard abundance was
1.03 individual/hour, and during the
rainy season 1.86 individual/hour (see
abundance data in Table 1).
Species
May/12 Jul/12 Oct/12 Jan/13
PE MA PB PE MA PB PE DU MA PB PE DU MA PB
Ameiva ameiva 6 - - - - - 5 1 - 1* - - - -
Hemidactylus
mabouia 10 7 - 4 2 - 3 - 1 1 6 3 3 2
Liolaemus lutzae -16-----25-----
Mabuyidae spp. 2 1 - 2 1 - 3 - 1 - 4 - - -
Tropidurus
torquatus - 6 - - 16 - 2 43 46 - 1 70 21 -
Appendix 1
Analyzed specimens
BRAZIL: Rio de janeiro: Ameiva ameiva (n = 1): Cabo Frio, MNRJ 23376; Brasiliscincus agilis (n =
2): Cabo Frio, MNRJ 23375, MNRJ 23617; Hemidactylus mabouia (n = 5): Cabo Frio, MNRJ 22919-
23; Tropidurus torquatus (n = 5): Arraial do Cabo, MNRJ 22925-27, 22934; Cabo Frio, MNRJ 22933.
Regarding species richness, Peró,
Dunas and Massambaba accounted for
four species each, with Hemidactylus
mabouia being recorded in all mac-
ro-areas. At A.P.A. Pau Brasil, in turn,
only H. mabouia and Ameiva ameiva
were recorded. Considering richness
dierences among seasons, no dier-
ences were found, with all species being
recorded in both seasons. When analyz-
ing each area distinctively, Dunas, Peró
and A.P.A. Pau Brasil were richer in the
rainy season, but dierences were not
fount for Massambaba. No lizard spe-
cies was recorded in A.P.A. Pau Brasil
in the dry season.
The major diversity (n=6) of used mi-
crohabitats was recorded in Massam-
baba macro-area, while Peró, Dunas
and A.P.A. Pau Brasil accounted for
four dierent categories. The micro-
habitats occupied by each species are
represented in Figure 3. Ameiva am-
eiva and Tropidurus torquatus were
mostly found on the sand, while Liolae-
mus lutzae used exclusively this habi-
tat. Hemidactylus mabouia was mostly
found on bromeliads and Mabuyidae
ssp. on leaf litter. The chi-square tests
revealed a signicant preference of T.
torquatus for sand (n = 281, χ² = 814.9)
and leaf litter (n = 281, χ² = 40.2) mi-
crohabitats.
Figure 3. Percentage of microhabitats occupied by each species at Parque Estadual
da Costa do Sol and surroundings, Rio de Janeiro state, Brazil. Legend: DA – dis-
turbed area; LE – leaves; TR – trunks and branches; LL – leaf litter; BR – bromeli-
ads; SA – sand.
5554
Peró Dunas Massambaba A.P.A.
M S N M S N M S N M S N
Ameiva ameiva 11 - - 1 - - - - - 1* - -
Hemidactylus mabouia 1 15 7 - 4 - - 6 7 1 2 -
Liolaemus lutzae - - - 2 - - 21 - - - - -
Mabuyidae spp. 10 - 1** - - - 2 - 1** - - -
Tropidurus torquatus 3 - - 158 5 - 78 7 4** - - -
Regarding lizards’ time of activity with-
in PECS and surrounding areas, we
recorded all taxa in the morning, one
taxon at sunset and two at night. Liz-
ard abundance decreased from morn-
ing to night, with only fteen records at
night (vs. 288 in the morning and 39
at sunset). Records for Tropidurus tor-
quatus and Mabuyidae in sunset and
night were not included as time of ac-
tivity considering we were not able to
assess rather individuals dislocation
were researcher induced of not. How-
ever, data for the total number of indi-
viduals are provided below. The most
abundant species, Tropidurus torqua-
tus, was recorded active in the morn-
ing, even though we found 7 individu-
als dislocating at sunset (4.7%) and at
night (1.6%). Hemidactylus mabouia
was also found during the three peri-
ods, with 4.7% (n = 2) of specimens re-
corded in the morning, 62.8% (n = 27)
at sunset, and 32.5% (n = 14) at night.
Mabuyidae spp. had twelve individuals
recorded in the morning (85.7%), and
two at night (14.3%). Finally, Amei-
va ameiva and Liolaemus lutzae were
found only during the morning. Spe-
cies time of activity did not change ac-
cording to dierent macro-areas within
PECS (table 2).
Summarized natural history aspects
are shown in table 3.
Table 2. Number of individuals registered at each active search/area during all eld-
work at Parque Estadual da Costa do Sol and surroundings, Rio de Janeiro state,
Brazil. Legend: M – morning; S – sunset; and N – night. *Specimen found dead.
**Registers not included in the “time activity” analyses – individuals of Tropidurus
torquatus and Mabuyidae registered at sunset and night were found dislocating,
thus we were not able to assess whether dislocation was an active pattern or re-
searcher induced.
Discussion
The lizard community is composed by
seven lizard species (families Anguidae,
Gekkonidae, Liolaemidae, Mabuydae,
Teiidae and Tropiduridae), resembling
the composition of other studies con-
ducted in restinga habitats along the
southeastern coast of Brazil (e.g., Costa
et al., 1990; Martins et al., 2012; Rocha
et al., 2014). However, species rich-
ness (n=7spp.) found herein is lower
than that found in most of the studies
(Araújo, 1991; Rocha, 2000; Rocha et
al., 2000; Rocha et al., 2004; Carvalho
et al., 2007).
Considering data gathered from her-
petological collections and eldwork,
15 lizard species are known for Região
dos Lagos, and eight at PECS (Martins
et al., submitted). From the eighth spe-
cies not included in the present work,
one (Enyalius brasiliensis) was regis-
tered by one of the authors by occasion-
al encounter. The use of additional and
diverse data collection methods (such
as pitfall traps) as well as long-term
studies in the area may increase knowl-
edge on the species richness of PECS.
The present work, however, did not
aim to make an inventory of lizard spe-
cies, but to gather notes on ecological
factors aecting the lizard community,
such as temporal and spatial distribu-
tion of species.
Species Activity Area Habit Micro-habitat
Peró Dunas Massambaba APA
Ameiva
ameiva Diurnal x x x* Terrestrial SA, LI
Hemidactylus
mabouia
Crepuscular
and nocturnal x x x x Terrestrial,
Bromelicolous
SA, BR, LI, LE,
TR
Liolaemus
lutzae Diurnal x x Terrestrial SA
Mabuyidae
spp.
Diurnal
and nocturnal x x Terrestrial,
Bromelicolous
SA, BR, LI, LE,
TR
Ophiodes
fragilis * x Terrestrial *
Tropidurus
torquatus Diurnal x x x Terrestrial DA, SA, BR, LI,
TR
Table 3. Natural history aspects of lizard species registered at Parque Estadual da
Costa do Sol, Rio de Janeiro state, Brazil. Legend: SA – sand; LI – leaf litter; GR –
ground; BR – bromeliads; LE – leaves; TR – trunks and branches; DA – disturbed
area, *specimens found dead.
5756
According to previous studies (Costa et
al., 1990; Araújo, 1991; Rocha, 2000;
Rocha et al., 2000; Rocha et al., 2004;
Carvalho et al., 2007), Tropidurus tor-
quatus and Ameiva ameiva may be
the only species that occur in nearly all
restingas in southeastern Brazil (ex-
cept for T. torquatus in Martins et al.,
2012). Also, T. torquatus was the most
abundant species in all areas within
PECS, except for A.P.A. Pau Brasil, and
such ndings seem to result from the
considerable generalization of sever-
al aspects of the species ecology, such
as diet, activity and reproductive traits
(Araújo, 1984; Bergallo & Rocha, 1993;
Rocha & Bergallo, 1994; Gandol & Ro-
cha, 1998; Teixeira-Filho et al., 2003),
which probably allow T. torquatus to
maintain a high population size in rest-
ingas (Rocha & Bergallo, 1994). The
low abundance (n = 14) of Mabuyidae
spp. recorded in this study is most like-
ly to be due to sampling eort and bias-
es. Some species of this family occur on
the ground level, as Brasiliscincus agi-
lis, which occupy especially the leaf lit-
ter (Vrcibradic & Rocha, 1996), where
they remain sheltered, and adopt both
active and sit-and-wait foraging strat-
egies (Vrcibradic & Rocha, 1996). This
species could probably be better sam-
pled through pitfall traps (e.g., Martins
et al., 2012).
Regarding abundance dierences
among the studied areas, Dunas and
Massambaba had the highest values,
with 49% and 36% of total abundance,
respectively. These areas seem to ex-
hibit high similarities of soil composi-
tion and vegetation, which allow both
Mabuyidae spp. and Tropidurus tor-
quatus to increase their population
number (and thus increase total abun-
dance of species). The high prevalence
of cacti in Dunas and Massambaba may
also inuence the exclusive record of
Mabuyidae spp., because Brasiliscincus
agilis and Psychosaura macrorhyncha
are frequently associated to such vege-
tation (Vrcibradic & Rocha, 2002a,b).
The area of A.P.A. Pau Brasil exhibits a
distinguishable climate, ora, and soil
composition in comparison to the other
studied areas. Although it is composed
of a higher variety of habitats and mi-
croclimates — which could allow the
occurrence of a more complex biota
(Rocha et al., 2004) — the abundance
(n = 4) and richness (n = 2; Hemidac-
tylus mabouia and Ameiva ameiva)
found herein was extremely low. Most
likely, vegetation complexity present in
A.P.A. Pau Brasil may have hampered
the visual encounter of lizard species
that occupy dierent microhabitats,
and additional sampling with the use
of combined methods (such as pitfall
traps) might prove more eective in this
area. Alternatively, low abundance in
the area might have been caused by low
abundances of individuals due to mi-
crohabitat preference (e.g. Tropidurus
torquatus). Therein forested areas may
still harbor species such as Ophiodes
fragilis (Costa et al., 2009), found only
in this area through a deceased indi-
vidual, and Polychrus marmoratus
(Linnaeus, 1758) (Polychrotidae) (Mat-
tison, 1999), previously registered in
the area by one of us (R. Pontes; occa-
sional encounter, 2013).
Tropidurus torquatus was found in
ve dierent categories of microhabi-
tat, and was the only species found in
disturbed areas. Species of the Tropi-
durus torquatus group are known to be
microhabitat generalists and can even
occur in areas altered by human activi-
ties (Rodrigues, 1987; Van Sluys et al.,
2004). Besides T. torquatus, Hemidac-
tylus mabouia and Mabuyidae spp. oc-
cupied ve categories of microhabitats.
The gekkonid H. mabouia, although
widely distributed in Brazil, is an alien
species, native from central and east Af-
rica (Carranza & Arnold, 2006; Rödder
et al., 2008). This species is relatively
abundant in disturbed environments
of several biomes and has also been
found in bromeliads in previous works
(Vanzolini, 1968). The high number of
microhabitats occupied by the species
in the present study, which has already
been reported by other authors (e.g.,
Carvalho et al., 2007), corroborate the
idea of the species being very adapt-
able and an eective colonizer (Mesha-
ka, 2000; Carranza & Arnold, 2006;
Rocha et al., 2011), especially in open
areas such as restingas (Telles et al.,
2015, Rocha et al., 2011). In Brazil, H.
mabouia competes with native lizard
species, such as Gymnodactylus dar-
winii (Teixeira, 2002), and could even
lead to local extinction or population
reduction of some species.
The mabuyids Psychosaura macro-
rhyncha and Brasiliscincus agilis, on
the other hand, are native species com-
monly found in sympatry in coastal ar-
eas of southeastern Brazil (Vrcibradic
& Rocha, 1996, 2002a,b). These species
are known to dier considerably in the
use of microhabitat, with P. macrorhyn-
cha being mostly found in bromeliads,
while B. agilis uses mainly leaf litter on
the ground (Vrcibradic & Rocha, 1996).
Ameiva ameiva was found in two types
of microhabitat: sand and leaf litter,
being most correlated with the sand.
These results corroborate previous
ndings that A. ameiva is usually found
on the ground, hardly climbing o in
search of prey (Vitt & Colli, 1994). Li-
olaemus lutzae, found only in the sand
stripes close to the sea at Massambaba
and Dunas, is a lizard with restricted
and specialized habits and a relatively
small geographic distribution, being
endemic from restingas of Rio de Ja-
neiro state (Rocha, 2000; Rocha et al.,
2005; Rocha et al., 2009). Most of the
restinga areas where L. lutzae inhab-
its, including those here studied, have
been under intense anthropogenic dis-
turbance (Rocha et al., 2005), leading
to the decline of several populations of
the species, resulting in its inclusion as
a “critically endangered” taxon in the
state of Rio de Janeiro (Bergallo et al.,
2000; Rocha et al., 2009), and critical-
ly endangered in Brazil (Rocha, 2000).
The occurrence of L. lutzae within the
area of PECS and surroundings high-
lights the importance of this protect-
ed area to ensure the maintenance of
5958
these populations. The only recorded
individual of O. fragilis was found dead
along the trail, and by this reason it was
not possible to point its microhabitat
occupancy. However, previous studies
have indicated the species with cryp-
tozoic habits, occurring in grassy and
herbaceous vegetation (Montechiaro et
al., 2011). The heterogeneous distribu-
tion of lizard species within the habitats
strengthens the role of dierentiated
and structurally complex environments
in the maintenance of species richness,
as also demonstrated by other studies
(Rambaldi & Oliveira, 2003; Carvalho
et al., 2007).
Although sample sizes were small for
Ameiva ameiva and Liolaemus lut-
zae in the present study, the exclu-
siveness of these species in the morn-
ing period corroborates previous
ecological studies (see Vitt & Colli, 1994;
Rocha, 1995). Tropidurus torquatus
and Mabuyidae spp. were found during
the day, as previously recorded for the
species (Carvalho et al., 2007). Hemi-
dactylus mabouia was mostly found in
the sunset and at night, with also some
individuals recorded during the morn-
ing (n = 2). The individuals recorded
in the morning were, however, inac-
tive and sheltered in bromeliads. Not-
withstanding, although this species has
traditionally been taken as nocturnal
(see Rocha & Anjos, 2007; Rocha et al.,
2011), other authors have already found
both diurnal and nocturnal activity for
H. mabouia, when daily temperatures
are low (Hatano et al., 2001; Carvalho
et al., 2007).
Activity and seasonality are often in-
trinsically associated to species be-
longing to the herpetofauna given their
metabolic dependence on sunlight,
warmth and precipitation regime (Zug
et al., 2001). However, unlike temper-
ate environments, the seasonality is less
marked in the tropical region, present-
ing temperature and rainfall regimes
relatively constant over the hydrologi-
cal cycles (Crump & Scott, 1994). The
atypical seasonal panorama found
during the study period (rainy season
with lower rainfall indexes when com-
pared to the dry season) associated to
the less marked seasonality may have
led to higher abundances of Liolaemus
lutzae and Hemidactulys mabouia in
the dry season than in the rainy season,
and for a similar species abundance of
Ameiva ameiva in both seasons. Rocha
(1998) argues that L. lutzae reproduc-
es seasonally, with individuals recruit-
ment and increase of food availability
occurring in the months between Jan-
uary and May. We only recorded spec-
imens in May (n = 16; dry season) and
October (n = 5; rainy season). Consid-
ering species population trends, an-
other possibility for the higher abun-
dance of individuals in the dry season
may be probably directly associated to
the recruitment and food availability in
May. Although the A. ameiva popula-
tion seems to increase in the rainy sea-
son (Colli, 1991), this species appears
to adapt its reproductive cycle accord-
ing to rainfall rate, and reproduction
is continuous when water is available
throughout the year or where rainfall
is unpredictable (Colli 1992), which
seems to be the present case. Despite
A. ameiva being considered as one of
the most abundant species in restingas
(Silva & Araujo, 2008), we registered a
relatively low abundance of the species
in the study area. Thus, more focused
and long-term studies are still neces-
sary in order to provide additional data
regarding our results. Several ecologi-
cal factors along with restinga forma-
tion history as well as data on lizard
species competition and space-parti-
tion are still needed to achieve a great-
er understanding for the ecological
determinants and historical factors of
the variation between areas in lizard
communities. The remarkable increase
of T. torquatus abundance in the rainy
season (180 registers in the rainy vs. 66
in the dry) is much likely associated to
species recruitment between February
and May (Kiefer, 2003, Silva & Arau-
jo, 2008). Also, higher temperatures
during the rainy season may have sig-
nicantly inuenced the total abun-
dance of the lizard community of PECS.
Acknowlegments
We are grateful to Fundação Grupo
Boticário de Proteção à Natureza for n-
nancial support of this study (process
number 0915_20112); Coordenação de
Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível
Superior (CAPES) and Conselho Na-
cional de Desenvolvimento Cientíco
e Tecnológico (CNPq) for scholarship
grant of the authors; and Fundação Car-
los Chagas Filho de Amparo a Pesquisa
do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ)
for nancial support to MN/UFRJ.
We thank ICMBio and INEA for the
licenses for scientic activities issued
(No.30559-1/2011 and No.048/2011,
respectively). We are also thankful to
Daniel Bastos Maciel, Luciana Ramos,
and Ana Carolina Calijorne Lourenço
for support in eldwork. Angele Mar-
tins was supported by Fundação Car-
los Chagas Filho de Amparo à Pesquisa
no Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ,
E-26/202.403/2017).
6160
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2. Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional, Departamento de Vertebrados,
Quinta da Boa Vista, São Cristóvão, 20940-040, Rio de Janeiro, RJ, Brazil.
3. Departamento de Zoologia, Instituto de Ciências Biológicas; Universidade Federal de Minas
Gerais, Avenida Antônio Carlos, 6627, Pampulha, 31270-901, Belo Horizonte, MG, Brazil.
4. Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, 05508-090,
São Paulo, SP, Brazil.
5. Departamento de Zoologia e Centro de Aquicultura (CAUNESP), Instituto de Biociências,
Universidade Estadual Paulista, Caixa Postal 199, 13506-906, Rio Claro, SP, Brazil.
6. Laboratório de Zoologia, Instituto de Biociências. Universidade Federal de Mato Grosso do
Sul, Cidade Universitaria, 79.070-900, Campo Grande, MS, Brazil.
7. Laboratório de História Natural de Anfíbios Brasileiros (LaHNAB), Departamento de Biologia
Animal, Instituto de Biologia, UNICAMP, 13083-862, Campinas, SP, Brazil.
8. Departamento de Herpetología, Museo Nacional de Historia Natural, Casilla de Correo 399,
CP 11.000, Montevideo, Uruguay.
* Corresponding author. Email: msegalla@gmail.com
The following list includes all recognized species of amphibians, known by vouchers
or published information to occur within the political borders of Brazil (until Feb-
ruary 26th, 2019). The taxonomy follows Frost (2019). The known amphibian fauna
of Brazil comprises 1136 species. The vast majority of species are anurans, including
1093 species (2 exotic invasives) representing 20 families and 105 genera, followed
by caecilians, with 38 species in four families and 12 genera, and salamanders, with
ve species in a single family and genus.
6766
ORDER ANURA
Family Allophrynidae
1. Allophryne relicta Caramaschi, Orrico, Faivovich, Dias & Solé, 2013
2. Allophryne resplendens Castroviejo-Fisher, Pérez-Peña, Padial & Guayasamin,
2012
3. Allophryne ruthveni Gaige, 1926
Family Alsodidae
4. Limnomedusa macroglossa (Duméril & Bibron, 1841)
Family Aromobatidae (Allobatinae)
5. Allobates bacurau Simões, 2016
6. Allobates brunneus (Cope, 1887)
7. Allobates carajas Simões, Rojas & Lima, 2019
8. Allobates caeruleodactylus (Lima & Caldwell, 2001)
9. Allobates conspicuus (Morales, 2002)
10. Allobates crombiei (Morales, 2002)
11. Allobates femoralis (Boulenger, 1884)
12. Allobates aviventris Melo-Sampaio, Souza & Peloso, 2013
13. Allobates fuscellus (Morales, 2002)
14. Allobates gasconi (Morales, 2002)
15. Allobates goianus (Bokermann, 1975)
16. Allobates grillisimilis Simões, Sturaro, Peloso & Lima, 2013
17. Allobates hodli Simões, Lima & Farias, 2010
18. Allobates juami Simões, Gagliardi-Urrutia, Rojas-Runjaic & Castroviejo-Fisher,
2018
19. Allobates magnussoni Lima, Simões & Kaefer, 2014
20. Allobates marchesianus (Melin, 1941)
21. Allobates masniger (Morales, 2002)
22. Allobates myersi (Pyburn, 1981)
23. Allobates nidicola (Caldwell & Lima, 2003)
24. Allobates olfersioides (A. Lutz, 1925)
25. Allobates paleovarzensis Lima, Caldwell, Biavati & Montanarin, 2010
26. Allobates subfolionidicans (Lima, Sanchez & Souza, 2007)
27. Allobates sumtuosus (Morales, 2002)
28. Allobates tapajos Lima, Simões & Kaefer, 2015
29. Allobates tinae Melo-Sampaio, Oliveira & Prates, 2018
30. Allobates trilineatus (Boulenger, 1884)
31. Allobates vanzolinius (Morales, 2002)
Family Aromobatidae (Anomaloglossinae)
32. Anomaloglossus apiau Fouquet, Souza, Nunes, Kok, Curcio, Carvalho, Grant &
Rodrigues, 2015
33. Anomaloglossus baeobatrachus (Boistel & de Massari, 1999)
34. Anomaloglossus stepheni (Martins, 1989)
35. Anomaloglossus tamacuarensis (Myers & Donelly, 1997)
36. Anomaloglossus tepequem Fouquet, Souza, Nunes, Kok, Curcio, Carvalho, Grant &
Rodrigues, 2015
Family Brachycephalidae
37. Brachycephalus actaeus Monteiro, Condez, Garcia, Comitti, Amaral & Haddad,
2018
38. Brachycephalus albolineatus Bornschein, Ribeiro, Blackburn, Stanley & Pie, 2016
39. Brachycephalus alipioi Pombal & Gasparini, 2006
40. Brachycephalus atelopoide Miranda-Ribeiro, 1920
41. Brachycephalus auroguttatus Ribeiro, Firkowski, Bornschein & Pie, 2015
42. Brachycephalus boticario Pie, Bornschein, Firkowski, Belmonte-Lopes & Ribeiro
2015
43. Brachycephalus brunneus Ribeiro, Alves, Haddad & Reis, 2005
44. Brachycephalus bufonoides Miranda-Ribeiro, 1920
45. Brachycephalus coloratus Ribeiro, Blackburn, Stanley, Pie & Bornschein, 2017
46. Brachycephalus crispus Condez, Clemente-Carvalho, Haddad, & Reis 2014
47. Brachycephalus curupira Ribeiro, Blackburn, Stanley, Pie & Bornschein, 2017
48. Brachycephalus darkside Guimarães, Luz, Rocha & Feio, 2017
49. Brachycephalus didactylus (Izecksohn, 1971)
50. Brachycephalus ephippium (Spix, 1824)
51. Brachycephalus ferruginus Alves, Ribeiro, Haddad & Reis, 2006
52. Brachycephalus fuscolineatus Pie, Bornschein, Firkowski, Belmonte-Lopes &
Ribeiro, 2015
53. Brachycephalus garbeanus Miranda-Ribeiro, 1920
54. Brachycephalus guarani Clemente-Carvalho, Giaretta, Condez, Haddad & Reis,
2012
55. Brachycephalus hermogenesi (Giaretta & Sawaya, 1998)
56. Brachycephalus izecksohni Ribeiro, Alves, Haddad & Reis, 2005
57. Brachycephalus leopardus Ribeiro, Firkowski & Pie, 2015
58. Brachycephalus margaritatus Pombal & Izecksohn, 2011
59. Brachycephalus mariaterezae Bornschein, Morato, Firkowski, Ribeiro & Pie, 2015
60. Brachycephalus mirissimus Pie, Ribeiro, Confetti, Nadaline & Bornschein, 2018
61. Brachycephalus nodoterga Miranda-Ribeiro, 1920
62. Brachycephalus olivaceus Bornschein, Morato, Firkowski, Ribeiro & Pie, 2015
63. Brachycephalus pernix Pombal, Wistuba & Bornschein, 1998
6968
64. Brachycephalus pitanga Alves, Sawaya, Reis & Haddad, 2009
65. Brachycephalus pombali Alves, Ribeiro, Haddad & Reis, 2006
66. Brachycephalus pulex Napoli, Caramaschi, Cruz & Dias, 2011
67. Brachycephalus quiririensis Pie & Ribeiro, 2015
68. Brachycephalus sulfuratus Condez, Monteiro, Comitti, Garcia, Amaral & Haddad,
2016
69. Brachycephalus toby Haddad, Alves, Clemente-Carvalho & Reis, 2010
70. Brachycephalus tridactylus Garey, Lima, Hartmann & Haddad, 2012
71. Brachycephalus verrucosus Ribeiro, Firkowski, Bornschein & Pie, 2015
72. Brachycephalus vertebralis Pombal, 2001
73. Ischnocnema abdita Canedo & Pimenta, 2010
74. Ischnocnema bolbodactyla (A. Lutz, 1925)
75. Ischnocnema colibri Taucce, Canedo, Parreiras, Drummond, Nogueira-Costa &
Haddad, 2018
76. Ischnocnema concolor Targino, Costa & Carvalho-e-Silva, 2009
77. Ischnocnema epipeda (Heyer, 1984)
78. Ischnocnema erythromera (Heyer, 1984)
79. Ischnocnema feioi Taucce, Canedo & Haddad, 2018
80. Ischnocnema garciai Taucce, Canedo & Haddad, 2018
81. Ischnocnema gehrti (Miranda-Ribeiro, 1926)
82. Ischnocnema gualteri (B. Lutz, 1974)
83. Ischnocnema guentheri (Steindachner, 1864)
84. Ischnocnema henselii (Peters, 1870)
85. Ischnocnema hoehnei (B. Lutz, 1958)
86. Ischnocnema holti (Cochran, 1948)
87. Ischnocnema izecksohni (Caramaschi & Kisteumacher, 1989)
88. Ischnocnema juipoca (Sazima & Cardoso, 1978)
89. Ischnocnema karst Canedo, Targino, Leite & Haddad, 2012
90. Ischnocnema lactea (Miranda-Ribeiro, 1923)
91. Ischnocnema manezinho (Garcia, 1996)
92. Ischnocnema melanopygia Targino, Costa & Carvalho-e-Silva, 2009
93. Ischnocnema nanahallux Brusquetti, Thomé, Canedo, Condez & Haddad, 2013
94. Ischnocnema nasuta (A. Lutz, 1925)
95. Ischnocnema nigriventris (A. Lutz, 1925)
96. Ischnocnema octavioi (Bokermann, 1965)
97. Ischnocnema oea (Heyer, 1984)
98. Ischnocnema paranaensis (Langone & Segalla, 1996)
99. Ischnocnema parnaso Taucce, Canedo, Parreiras, Drummond, Nogueira-Costa &
Haddad, 2018
100. Ischnocnema parva (Girard, 1853)
101. Ischnocnema penaxavantinho Giaretta, Tooli & Oliveira, 2007
102. Ischnocnema pusilla (Bokermann, 1967)
103. Ischnocnema randorum (Heyer, 1985)
104. Ischnocnema sambaqui (Castanho & Haddad, 2000)
105. Ischnocnema spanios (Heyer, 1985)
106. Ischnocnema surda Canedo, Pimenta, Leite & Caramaschi, 2010
107. Ischnocnema venancioi (B. Lutz, 1958)
108. Ischnocnema verrucosa (Reinhardt & Lütken, 1862)
109. Ischnocnema vizottoi Martins & Haddad, 2010
Family Bufonidae
110. Amazophrynella bokermanni (Izecksohn, 1994)
111. Amazophrynella manaos Rojas, Carvalho, Gordo, Ávila, Farias & Hrbek, 2014
112. Amazophrynella minuta (Melin, 1941)
113. Amazophrynella moisesii Rojas-Zamora, Fouquet, Ron, Hernández-Ruz, Melo
-Sampaio, Chaparro, Vogt, Carvalho, Pinheiro, Ávila, Farias, Gordo & Hrbek, 2018
114. Amazophrynella teko Rojas-Zamora, Fouquet, Ron, Hernández-Ruz,
Melo-Sampaio, Chaparro, Vogt, Carvalho, Pinheiro, Ávila, Farias, Gordo & Hrbek,
2018
115. Amazophrynella vote Ávila, Carvalho, Gordo, Kawashita-Ribeiro & Morais, 2012
116. Amazophrynella xinguensis Rojas-Zamora, Fouquet, Ron, Hernández-Ruz, Melo
-Sampaio, Chaparro, Vogt, Carvalho, Pinheiro, Ávila, Farias, Gordo & Hrbek, 2018
117. Atelopus avescens Duméril & Bibron, 1841
118. Atelopus hoogmoedi Lescure, 1974
119. Dendrophryniscus berthalutzae Izecksohn, 1994
120. Dendrophryniscus brevipollicatus Jiménez de la Espada, 187
121. Dendrophryniscus carvalhoi Izecksohn, 1994
122. Dendrophryniscus krausae Cruz & Fusinatto, 2008
123. Dendrophryniscus leucomystax Izecksohn, 1968
124. Dendrophryniscus oreites Recoder, Teixeira, Cassimiro, Camacho & Rodrigues,
2010
125. Dendrophryniscus organensis Carvalho-e-Silva, Mongin, Izecksohn & Carvalho-e
-Silva, 2010
126. Dendrophryniscus proboscideus (Boulenger, 1882)
127. Dendrophryniscus skuki (Caramaschi, 2012)
128. Dendrophryniscus stawiarskyi Izecksohn, 1994
129. Frostius erythrophthalmus Pimenta & Caramaschi, 2007
130. Frostius pernambucensis (Bokermann, 1962)
131. Melanophryniscus admirabilis Di Bernardo, Maneyro & Grillo, 2006
132. Melanophryniscus alipioi Langone, Segalla, Bornschein & de Sá, 2008
133. Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920)
134. Melanophryniscus biancae Bornschein, Baldo, Pie, Firkowski, Ribeiro & Corrêa,
2015
135. Melanophryniscus cambaraensis Braun & Braun, 1979
7170
136. Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968
137. Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933)
138. Melanophryniscus fulvoguttatus (Mertens, 1937)
139. Melanophryniscus klappenbachi Prigioni & Langone, 2000
140. Melanophryniscus macrogranulosus Braun, 1973
141. Melanophryniscus milanoi Baldo, Bornschein, Pie, Firkowski, Ribeiro, Belmonte
-Lopes, 2015
142. Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902)
143. Melanophryniscus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1920)
144. Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920)
145. Melanophryniscus peritus Caramaschi & Cruz, 2011
146. Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968
147. Melanophryniscus setiba Peloso, Faivovich, Grant, Gasparini & Haddad, 2012
148. Melanophryniscus simplex Caramaschi & Cruz, 2002 116.
149. Melanophryniscus spectabilis Caramaschi & Cruz, 2002
150. Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905)
151. Melanophryniscus vilavelhensis Steinback-Padilha, 2009
152. Melanophryniscus xanthostomus Baldo, Bornschein, Pie, Ribeiro, Firkowski, &
Morato, 2015
153. Oreophrynella quelchii Boulenger, 1895
154. Oreophrynella weiassipuensis Señaris, DoNascimento & Villarreal, 2005
155. Rhaebo ecuadorensis Mueses-Cisneros, Cisneros-Heredia & McDiarmid, 2012
156. Rhaebo guttatus (Schneider, 1799)
157. Rhinella abei (Baldissera-Jr, Caramaschi & Haddad, 2004)
158. Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta & de Sá, 2004)
159. Rhinella acutirostris (Spix, 1824)
160. Rhinella arenarum (Hensel, 1867)
161. Rhinella azarai (Gallardo, 1965)
162. Rhinella bergi (Céspedez, 2000)
163. Rhinella casconi Roberto, Brito & Thomé, 2014
164. Rhinella castaneotica (Caldwell, 1991)
165. Rhinella ceratophrys (Boulenger, 1882)
166. Rhinella cerradensis Maciel, Brandão, Campos & Sebben, 2007
167. Rhinella crucifer (Wied, 1821)
168. Rhinella dapsilis (Myers & Carvalho, 1945)
169. Rhinella diptycha (Cope, 1862)
170. Rhinella dorbignyi (Duméril & Bibron, 1841)
171. Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957)
172. Rhinella gildae Vaz-Silva, Maciel, Bastos & Pombal, 2015
173. Rhinella granulosa (Spix, 1824)
174. Rhinella henseli (A. Lutz, 1934)
175. Rhinella hoogmoedi Caramaschi & Pombal, 2006
176. Rhinella icterica (Spix, 1824)
177. Rhinella inopina Vaz-Silva, Valdujo & Pombal, 2012
178. Rhinella jimi (Stevaux, 2002)
179. Rhinella magnussoni Lima, Menin & Araújo, 2007
180. Rhinella major (Muller & Helmich, 1936)
181. Rhinella margaritifera (Laurenti, 1768)
182. Rhinella marina (Linnaeus, 1758)
183. Rhinella martyi Fouquet, Gaucher, Blanc & Vélez-Rodriguez, 2007
184. Rhinella merianae (Gallardo, 1965)
185. Rhinella mirandaribeiroi (Gallardo, 1965)
186. Rhinella nattereri (Bokermann, 1967)
187. Rhinella ocellata (Günther, 1858)
188. Rhinella ornata (Spix, 1824)
189. Rhinella paraguayensis Ávila, Pansonato & Strüssmann, 2010
190. Rhinella poeppigii (Tschudi, 1845)
191. Rhinella proboscidea (Spix, 1824)
192. Rhinella pygmaea (Myers & Carvalho, 1952)
193. Rhinella rubescens (A. Lutz, 1925)
194. Rhinella scitula (Caramaschi & Niemeyer, 2003)
195. Rhinella sebbeni Vaz-Silva, Maciel, Bastos & Pombal, 2015
196. Rhinella veredas (Brandão, Maciel & Sebben, 2007)
Family Centrolenidae (Centroleninae)
197. Teratohyla adenocheira (Harvey & Noonan, 2005)
198. Teratohyla midas (Lynch & Duellman, 1973)
199. Vitreorana baliomma Pontes, Caramaschi & Pombal, 2014
200. Vitreorana eurygnatha (A. Lutz, 1925)
201. Vitreorana franciscana Santana, Barros, Pontes & Feio, 2015
202. Vitreorana parvula (Boulenger, 1895)
203. Vitreorana ritae (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952)
204. Vitreorana uranoscopa (Müller, 1924)
Family Centrolenidae (Hyalinobatrachinae)
205. Hyalinobatrachium cappellei (van Lidth de Jeude, 1904)
206. Hyalinobatrachium carlesvilai Castroviejo-Fisher, Padial, Chaparro, Aguayo &
De la Riva, 2009
207. Hyalinobatrachium iaspidiense (Ayarzaguena, 1992)
208. Hyalinobatrachium mondoli Señaris & Ayarzaguena, 2001
209. Hyalinobatrachium muiraquitan Oliveira & Hernández-Ruz, 2017
210. Hyalinonatrachium munozorum (Lynch & Duellman, 1973)
7372
Family Ceratophryidae
211. Ceratophrys aurita (Raddi, 1823)
212. Ceratophrys cornuta (Linnaeus, 1758)
213. Ceratophrys cranwelli Barrio, 1980
214. Ceratophrys joazeirensis Mercadal de Barrio, 1986
215. Ceratophrys ornata (Bell, 1843)
216. Lepidobatrachus asper Budgett, 1899
Family Craugastoridae (Craugastorinae)
217. Haddadus aramunha (Cassimiro, Verdade & Rodrigues, 2008)
218. Haddadus binotatus (Spix, 1824)
219. Haddadus plicifer (Boulenger, 1888)
220. Strabomantis sulcatus (Cope, 1874)
Family Craugastoridae (Holoadeninae)
221. Eleutherodactylus” bilineatus (Bokermann, 1975) – Incertae sedis
222. Barycholos ternetzi (Miranda Ribeiro, 1937)
223. Euparkerella brasiliensis (Parker, 1926)
224. Euparkerella cochranae Izecksohn, 1988
225. Euparkerella cryptica Hepp, Carvalho-e-Silva, Carvalho-e-Silva & Folly, 2015
226. Euparkerella robusta Izecksohn, 1988
227. Euparkerella tridactyla Izecksohn, 1988
228. Holoaden bradei B. Lutz, 1958
229. Holoaden luederwaldti Miranda-Ribeiro, 1920
230. Holoaden pholeter Pombal, Siqueira, Dorigo, Vrcibradic & Rocha, 2008
231. Holoaden suarezi Martins & Zaher, 2013
232. Noblella myrmecoides (Lynch, 1976)
233. Oreobates antrum Vaz-Silva, Maciel, Andrade & Amaro, 2018
234. Oreobates crepitans (Bokermann, 1965)
235. Oreobates heterodactylus (Miranda-Ribeiro, 1937)
236. Oreobates quixensis Jiménez de la Espada, 1872
237. Oreobates remotus Teixeira, Amaro, Recoder, Sena & Rodrigues, 2012
Family Craugastoridae (Pristimantinae)
238. Ceuthomantis cavernibardus (Myers & Donnelly, 1997)
239. Pristimantis academicus Lehr, Moravec & Gagliardi-Urrutia, 2010
240. Pristimantis acuminatus (Shreve, 1935)
241. Pristimantis altamazonicus (Barbour & Dunn, 1921)
242. Pristimantis aureolineatus (Guayasamin, Ron, Cisneros-Heredia, Lamar &
McCracken, 2006)
243. Pristimantis buccinator (Rodriguez, 1994)
244. Pristimantis carvalhoi (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952)
245. Pristimantis chiastonotus (Lynch & Hoogmoed, 1977)
246. Pristimantis conspicillatus (Günther, 1858)
247. Pristimantis delius (Duellman & Mendelson, 1995)
248. Pristimantis diadematus (Jiménez de la Espada, 1875)
249. Pristimantis dundeei (Heyer & Muñoz, 1999)
250. Pristimantis eurydactylus (Hedges & Schlüter, 1992)
251. Pristimantis fenestratus (Steindachner, 1864)
252. Pristimantis gutturalis (Hoogmoed, Lynch & Lescure, 1977)
253. Pristimantis inguinalis (Parker, 1940)
254. Pristimantis lacrimosus (Jiménez de la Espada, 1875)
255. Pristimantis lanthanites (Lynch, 1975)
256. Pristimantis latro Oliveira, Rodrigues, Kaefer, Pinto & Hernández-Ruz, 2017
257. Pristimantis luscombei (Duellman & Mendelson, 1995)
258. Pristimantis malkini (Lynch, 1980)
259. Pristimantis marmoratus (Boulenger, 1900)
260. Pristimantis martiae (Lynch, 1974)
261. Pristimantis memorans (Myers & Donelly, 1997)
262. Pristimantis ockendeni (Boulenger, 1912)
263. Pristimantis orcus Lehr, Catenazzi & Rodriguez, 2009
264. Pristimantis paulodutrai (Bokermann, 1975)
265. Pristimantis peruvianus (Melin, 1941)
266. Pristimantis ramagii (Boulenger, 1888)
267. Pristimantis reichlei Padial & De La Riva, 2009
268. Pristimantis skydmainos (Flores & Rodriguez, 1997)
269. Pristimantis toftae (Duellman, 1978)
270. Pristimantis variabilis (Lynch, 1968)
271. Pristimantis ventrigranulosus Maciel, Vaz-Silva, Oliveira & Padial, 2012
272. Pristimantis ventrimarmoratus (Boulenger, 1912)
273. Pristimantis vilarsi (Melin, 1941)
274. Pristimantis vinhai (Bokermann, 1975)
275. Pristimantis zeuctotylus (Lynch & Hoogmoed, 1977)
276. Pristimantis zimmermanae (Heyer & Hardy, 1991)
Family Cycloramphidae
277. Cycloramphus acangatan Verdade & Rodrigues, 2003
278. Cycloramphus asper Werner, 1899
279. Cycloramphus bandeirensis Heyer, 1983
280. Cycloramphus bolitoglossus (Werner, 1897)
281. Cycloramphus boraceiensis Heyer, 1983
282. Cycloramphus brasiliensis (Steindachner, 1864)
283. Cycloramphus carvalhoi Heyer, 1983
284. Cycloramphus catarinensis Heyer, 1983
7574
285. Cycloramphus cedrensis Heyer, 1983
286. Cycloramphus diringshofeni Bokermann, 1957
287. Cycloramphus dubius (Miranda-Ribeiro, 1920)
288. Cycloramphus duseni (Andersson, 1914)
289. Cycloramphus eleutherodactylus (Miranda-Ribeiro, 1920)
290. Cycloramphus faustoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Sazima, 2007
291. Cycloramphus fuliginosus Tschudi, 1838
292. Cycloramphus granulosus A. Lutz, 1929
293. Cycloramphus izecksohni Heyer, 1983
294. Cycloramphus juimirim Haddad & Sazima, 1989
295. Cycloramphus lithomimeticus Silva & Ouvernay 2012
296. Cycloramphus lutzorum Heyer, 1983
297. Cycloramphus migueli Heyer, 1988
298. Cycloramphus mirandaribeiroi Heyer, 1983
299. Cycloramphus ohausi (Wandolleck, 1907)
300. Cycloramphus organensis Weber, Verdade, Salles, Fouquet & Carvalho-e-Silva,
2011
301. Cycloramphus rhyakonastes Heyer, 1983
302. Cycloramphus semipalmatus (Miranda-Ribeiro, 1920)
303. Cycloramphus stejnegeri (Noble, 1924)
304. Cycloramphus valae Heyer, 1983
305. Thoropa lutzi Cochran, 1938
306. Thoropa megatympanum Caramaschi & Sazima, 1984
307. Thoropa miliaris (Spix, 1824)
308. Thoropa petropolitana (Wandolleck, 1907)
309. Thoropa saxatilis Cocroft & Heyer, 1988
310. Thoropa taophora (Miranda-Ribeiro, 1923)
311. Zachaenus carvalhoi Izecksohn, 1983
312. Zachaenus parvulus (Girard, 1853)
Family Dendrobatidae (Colostethinae)
313. Ameerega berohoka Vaz-Silva & Maciel, 2011
314. Ameerega braccata (Steindachner, 1864)
315. Ameerega avopicta (A. Lutz, 1925)
316. Ameerega hahneli (Boulenger, 1884)
317. Ameerega macero (Rodriguez & Myers, 1993)
318. Ameerega munduruku Neves, Silva, Akieda, Cabrera, Koroiva & Santana, 2017
319. Ameerega petersi (Silverstone, 1976
320. Ameerega picta (Bibron in Tschudi, 1838)
321. Ameerega pulchripecta (Silverstone, 1976)
322. Ameerega trivittata (Spix, 1824)
Family Dendrobatidae (Dendrobatinae)
323. Adelphobates castaneoticus (Caldwell & Myers, 1990)
324. Adelphobates galactonotus (Steindachner, 1864)
325. Adelphobates quinquevittatus (Steindachner, 1864)
326. Dendrobates leucomelas Steindachner, 1864
327. Dendrobates tinctorius (Cuvier, 1797)
328. Ranitomeya amazonica (Schulte, 1999)
329. Ranitomeya deeri Twomey & Brown, 2009
330. Ranitomeya sirensis (Aichinger, 1991)
331. Ranitomeya toraro Brown, Caldwell, Twomey, Melo-Sampaio & Souza, 2011
332. Ranitomeya uakarii Brown, Schulte & Summers, 2006
333. Ranitomeya vanzolinii (Myers, 1982)
334. Ranitomeya variabilis (Zimmermann & Zimmermann, 1988)
Family Dendrobatidae (Hyloxalinae)
335. Hyloxalus chlorocraspedus (Caldwell, 2005)
Family Eleutherodactylidae (Eleutherodactylinae)
336. Eleutherodactylus johnstonei Barbour, 1914 – INVASIVE SPECIES
Family Eleutherodactylidae (Phyzelaphryninae)
337. Adelophryne adiastola Hoogmoed & Lescure, 1984
338. Adelophryne baturitensis Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994
339. Adelophryne glandulata Lourenço-de-Moraes, Ferreira, Fouquet & Bastos, 2014
340. Adelophryne gutturosa Hoogmoed & Lescure, 1984
341. Adelophryne maranguapensis Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994
342. Adelophryne meridionalis Santana, Fonseca, Neves & Carvalho 2012
343. Adelophryne michelin Lourenço-de-Moraes, Dias, Mira-Mendes, Oliveira, Barth,
Ruas, Vences, Solé & Bastos, 2018
344. Adelophryne mucronata Lourenço-de-Moraes, Solé & Toledo, 2012
345. Adelophryne pachydactyla Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994
346. Phyzelaphryne miriamae Heyer, 1977
347. Phyzelaphryne nimio Simões, Costa, Rojas-Runjaic, Gagliardi-Urrutia, Sturaro,
Peloso & Castroviejo-Fisher, 2018
Family Hemiphractidae
348. Fritziana ssilis (Miranda Ribeiro, 1920)
349. Fritziana goeldii (Boulenger, 1895)
350. Fritziana izecksohni Folly, Hepp & Carvalho-e-Silva, 2018
351. Fritziana mitus Walker, Wachlevski, Nogueira-Costa, Garcia & Haddad, 2018
352. Fritziana ohausi (Wandolleck, 1907)
353. Fritziana tonimi Walker, Gasparini & Haddad, 2016
7776
354. Fritziana ulei (Miranda-Ribeiro, 1926)
355. Gastrotheca albolineata (A. Lutz & B. Lutz, 1939)
356. Gastrotheca ernestoi Miranda Ribeiro, 1920
357. Gastrotheca ssipes (Boulenger, 1888)
358. Gastrotheca amma Juncá & Nunes, 2008
359. Gastrotheca fulvorufa (Andersson, 1911)
360. Gastrotheca megacephala Izecksohn, Carvalho-e-Silva & Peixoto, 2009
361. Gastrotheca microdiscus (Andersson in Lönnberg & Andersson, 1910)
362. Gastrotheca prasina Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carnaval, Strangas,
Damasceno, Sena & Rodrigues, 2012
363. Gastrotheca pulchra Caramaschi & Rodrigues, 2007
364. Gastrotheca recava Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carnaval, Strangas,
Damasceno, Sena & Rodrigues, 2012
365. Hemiphractus helioi Sheil & Mendelson, 2001
366. Hemiphractus scutatus (Spix, 1824)
367. Stefania neblinae Carvalho, MacCulloch, Bonora & Vogt, 2010
368. Stefania tamacuarina Myers & Donnelly, 1997
Family Hylidae
369. Hyla” imitator (Barbour & Dunn, 1921) – Incertae sedis
370. Aparasphenodon arapapa Pimenta, Napoli & Haddad, 2009
371. Aparasphenodon bokermanni Pombal, 1993
372. Aparasphenodon brunoi Miranda-Ribeiro, 1920
373. Aparasphenodon pomba Assis, Santana, Silva, Quintela & Feio, 2013
374. Aparasphenodon venezolanus (Mertens, 1950)
375. Aplastodiscus albofrenatus (A. Lutz, 1924)
376. Aplastodiscus albosignatus (A. Lutz & B. Lutz, 1938)
377. Aplastodiscus arildae (Cruz & Peixoto, 1987)
378. Aplastodiscus cavicola (Cruz & Peixoto, 1985)
379. Aplastodiscus cochranae (Mertens, 1952)
380. Aplastodiscus ehrhardti (Müller, 1924)
381. Aplastodiscus eugenioi (Carvalho-e-Silva & Carvalho-e-Silva, 2005)
382. Aplastodiscus umineus (Cruz & Peixoto, 1985)
383. Aplastodiscus ibirapitanga (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003)
384. Aplastodiscus leucopygius (Cruz & Peixoto, 1985)
385. Aplastodiscus lutzorum Berneck, Giaretta, Brandão, Cruz & Haddad, 2017
386. Aplastodiscus musicus (B. Lutz, 19498)
387. Aplastodiscus perviridis A. Lutz in B. Lutz, 1950
388. Aplastodiscus sibilatus (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003)
389. Aplastodiscus weygoldti (Cruz & Peixoto, 1987)
390. Boana albomarginata (Spix, 1824)
391. Boana albopunctata (Spix, 1824)
392. Boana atlantica (Caramaschi & Velosa, 1996)
393. Boana bandeirantes (Caramaschi & Cruz, 2013)
394. Boana beckeri (Caramaschi & Cruz, 2004)
395. Boana benitezi (Rivero, 1961)
396. Boana bischo (Boulenger, 1887)
397. Boana boans (Linnaeus, 1758)
398. Boana botumirim (Caramaschi, Cruz & Nascimento, 2009)
399. Boana buriti (Caramaschi & Cruz, 1999)
400. Boana caiapo Pinheiro, Cintra, Valdujo, Silva, Martins, Silva & Garcia, 2018
401. Boana caingua (Carrizo, 1991)
402. Boana caipora (Antunes, Faivovich & Haddad, 2008)
403. Boana calcarata (Troschel in Schomburgk, 1848)
404. Boana cambui (Pinheiro, Pezzuti, Leite, Garcia, Haddad & Faivovich, 2016)
405. Boana cinerascens (Spix, 1824)
406. Boana cipoensis (B. Lutz, 1968)
407. Boana crepitans (Wied, 1824)
408. Boana curupi (Garcia, Faivovichi & Haddad, 2007)
409. Boana cymbalum (Bokermann, 1963)
410. Boana dentei (Bokermann, 1967)
411. Boana diabolica (Fouquet, Martinez, Zeidler, Courtois, Gaucher, Blanc, Lima,
Souza, Rodrigues & Kok, 2016)
412. Boana ericae (Caramaschi & Cruz, 2000)
413. Boana exastis (Caramaschi & Rodriguez, 2003)
414. Boana faber (Wied, 1821)
415. Boana fasciata (Günther, 1858)
416. Boana freicanecae (Carnaval & Peixoto, 2004)
417. Boana geographica (Spix, 1824)
418. Boana goiana (B. Lutz, 1968)
419. Boana guentheri (Boulenger, 1886)
420. Boana hobbsi (Cochran & Goin, 1970)
421. Boana icamiaba Peloso, Oliveira, Sturaro, Rodrigues, Lima, Bitar, Wheeler &
Aleixo, 2018
422. Boana jaguariaivensis (Caramaschi, Cruz & Segalla, 2010)
423. Boana joaquini (B. Lutz, 1968)
424. Boana lanciformis (Cope, 1871)
425. Boana latistriata (Caramaschi & Cruz, 2004)
426. Boana leptolineata (P. Braun & C. Braun, 1977)
427. Boana leucocheila (Caramaschi & Niemeyer, 2003)
428. Boana lundii (Burmeister, 1856)
429. Boana maculateralis (Caminer & Ron, 2014)
430. Boana marginata (Boulenger, 1887)
431. Boana microderma (Pyburn, 1977)
7978
432. Boana multifasciata (Günther, 1859)
433. Boana nympha (Faivovich, Moravec, Cisneros-Heredia & Köhler, 2006)
434. Boana ornatissima (Noble, 1923)
435. Boana paranaiba (Carvalho, Giaretta & Facure, 2010)
436. Boana pardalis (Spix, 1824)
437. Boana phaeopleura (Caramaschi & Cruz, 2000)
438. Boana poaju (Garcia, Peixoto & Haddad, 2008)
439. Boana polytaenia (Cope, 1870)
440. Boana pombali (Caramaschi, Pimenta & Feio, 2004)
441. Boana prasina (Burmeister, 1856)
442. Boana pulchella (Duméril & Bibron, 1841)
443. Boana punctata (Schneider, 1799)
444. Boana raniceps (Cope, 1862)
445. Boana secedens (B. Lutz, 1963)
446. Boana semiguttata (A. Lutz, 1925)
447. Boana semilineata (Spix, 1824)
448. Boana stellae (Kwet, 2008)
449. Boana stenocephala (Caramaschi & Cruz, 1999)
450. Boana tepuniana (Barrio-Amorós & Brewer-Carias, 2008)
451. Boana wavrini (Parker, 1936)
452. Boana xerophyla (Duméril & Bibron, 1841)
453. Bokermannohyla ahenea (Napoli & Caramaschi, 2004)
454. Bokermannohyla alvarengai (Bokermann, 1956)
455. Bokermannohyla astartea (Bokermann, 1967)
456. Bokermannohyla capra Napoli & Pimenta, 2009
457. Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005)
458. Bokermannohyla carvalhoi (Peixoto, 1981)
459. Bokermannohyla circumdata (Cope, 1871)
460. Bokermannohyla claresignata (A. Lutz & B. Lutz, 1939)
461. Bokermannohyla clepsydra (A. Lutz, 1925)
462. Bokermannohyla diamantina Napoli & Juncá, 2006
463. Bokermannohyla avopicta Leite, Pezzuti & Garcia, 2012
464. Bokermannohyla gouveai (Peixoto & Cruz, 1992)
465. Bokermannohyla hylax (Heyer, 1985)
466. Bokermannohyla ibitiguara (Cardoso, 1983)
467. Bokermannohyla ibitipoca (Caramaschi & Feio, 1990)
468. Bokermannohyla itapoty Lugli & Haddad, 2006
469. Bokermannohyla izecksohni (Jim & Caramaschi, 1979)
470. Bokermannohyla juiju Faivovich, Lugli, Lourenço & Haddad, 2009
471. Bokermannohyla langei (Bokermann, 1965)
472. Bokermannohyla lucianae (Napoli & Pimenta, 2003)
473. Bokermannohyla luctuosa (Pombal & Haddad, 1993)
474. Bokermannohyla martinsi (Bokermann, 1964)
475. Bokermannohyla nanuzae (Bokermann & Sazima, 1973)
476. Bokermannohyla napolii Carvalho, Giaretta & Magrini, 2012
477. Bokermannohyla oxente Lugli & Haddad, 2006
478. Bokermannohyla pseudopseudis (Miranda-Ribeiro, 1937)
479. Bokermannohyla ravida (Caramaschi, Napoli & Bernardes, 2001)
480. Bokermannohyla sagarana Leite, Pezzuti & Drummond, 2011
481. Bokermannohyla sapiranga Brandão, Magalhães, Garda, Campos, Sebben &
Maciel, 2012
482. Bokermannohyla saxicola (Bokermann, 1964)
483. Bokermannohyla sazimai (Cardoso & Andrade, 1982)
484. Bokermannohyla vulcaniae (Vasconcelos & Giaretta, 2005)
485. Corythomantis galeata Pombal, Menezes, Fontes, Nunes, Rocha & Van Sluys, 2012
486. Corythomantis greeningi Boulenger, 1896
487. Dendropsophus acreanus (Bokermann, 1964)
488. Dendropsophus anataliasiasi (Bokermann, 1972)
489. Dendropsophus anceps (A. Lutz, 1929)
490. Dendropsophus araguaya (Napoli & Caramaschi, 1998)
491. Dendropsophus berthalutzae (Bokermann, 1962)
492. Dendropsophus bifurcus (Andersson, 1945)
493. Dendropsophus bipunctatus (Spix, 1824)
494. Dendropsophus bokermanni (Goin, 1960)
495. Dendropsophus branneri (Cochran, 1948)
496. Dendropsophus brevifrons (Duellman & Crump, 1974)
497. Dendropsophus bromeliaceus Ferreira, Faivovich, Beard & Pombal, 2015
498. Dendropsophus cachimbo (Napoli & Caramaschi, 1999)
499. Dendropsophus cerradensis (Napoli & Caramaschi, 1998)
500. Dendropsophus counani Fouquet, Orrico, Ernest, Blanc, Martinez, Vacher,
Rodrigues, Ouboter, Jairam & Ron, 2015
501. Dendropsophus cruzi (Pombal & Bastos, 1998)
502. Dendropsophus decipiens (A. Lutz, 1925)
503. Dendropsophus dutrai (Gomes & Peixoto, 1996)
504. Dendropsophus elegans (Wied, 1824)
505. Dendropsophus elianeae (Napoli & Caramaschi, 2000)
506. Dendropsophus gaucheri (Lescure & Marty, 2000)
507. Dendropsophus giesleri (Mertens, 1950)
508. Dendropsophus haddadi (Bastos & Pombal, 1996)
509. Dendropsophus haraldschultzi (Bokermann, 1962)
510. Dendropsophus jimi (Napoli & Caramaschi, 1999)
511. Dendropsophus kamagarini Rivadeneira, Venegas & Ron, 2018
512. Dendropsophus koechlini (Duellman & Trueb, 1989)
513. Dendropsophus leali (Bokermann, 1964)
8180
514. Dendropsophus leucophyllatus (Beireis, 1783)
515. Dendropsophus limai (Bokermann, 1962)
516. Dendropsophus mapinguari Peloso, Orrico, Haddad, Lima-Filho & Sturaro, 2016
517. Dendropsophus marmoratus (Laurenti, 1768
518. Dendropsophus melanargyreus (Cope, 1887)
519. Dendropsophus meridianus (B. Lutz, 1954)
520. Dendropsophus microcephalus (Cope, 1886)
521. Dendropsophus microps (Peter, 1872)
522. Dendropsophus minimus (Ahl, 1933)
523. Dendropsophus minusculus (Rivero, 1971)
524. Dendropsophus minutus (Peters, 1872)
525. Dendropsophus miyatai (Vigle & Goberdhan-Vigle, 1990)
526. Dendropsophus nahdereri (B. Lutz & Bokermann, 1963)
527. Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889)
528. Dendropsophus nekronastes Dias, Haddad, Argôlo & Orrico, 2017
529. Dendropsophus novaisi (Bokermann, 1968)
530. Dendropsophus oliveirai (Bokermann, 1963)
531. Dendropsophus ozzyi Orrico, Peloso, Sturaro, Silva, Neckel-Oliveira, Gordo,
Faivovich & Haddad, 2014
532. Dendropsophus parviceps (Boulenger, 1882)
533. Dendropsophus pauiniensis (Heyer, 1977)
534. Dendropsophus pseudomeridianus (Cruz, Caramaschi & Dias, 2000)
535. Dendropsophus reticulatus (Jiménez de la Espada, 1870)
536. Dendropsophus rhea (Napoli & Caramaschi, 1999)
537. Dendropsophus rhodopeplus (Günther, 1858)
538. Dendropsophus riveroi (Cochran & Goin, 1970)
539. Dendropsophus rossalleni (Goin, 1959)
540. Dendropsophus rubicundulus (Reinhardt & Lütken, 1862)
541. Dendropsophus ruschii (Weygoldt & Peixoto, 1987)
542. Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944)
543. Dendropsophus sarayacuensis (Shreve, 1935)
544. Dendropsophus schubarti (Bokermann, 1963)
545. Dendropsophus seniculus (Cope, 1868)
546. Dendropsophus soaresi (Caramaschi & Jim, 1983)
547. Dendropsophus studerae (Carvalho-e-Silva, Carvalho-e-Silva & Izecksohn, 2003)
548. Dendropsophus timbeba (Martins & Cardoso, 1987)
549. Dendropsophus tintinnabulum (Melin, 1941)
550. Dendropsophus triangulum (Günther, 1869)
551. Dendropsophus tritaeniatus (Bokermann, 1965)
552. Dendropsophus walfordi (Bokermann, 1962)
553. Dendropsophus werneri (Cochran, 1952)
554. Dendropsophus xapuriensis (Martins & Cardoso, 1987)
555. Dryaderces inframaculatus (Boulenger, 1882)
556. Dryaderces pearsoni (Gaige, 1929)
557. Itapotihyla langsdori (Duméril & Bibron, 1841)
558. Julianus pinimus (Bokermann & Sazima, 1973)
559. Julianus uruguayus (Schmidt, 1944)
560. Lysapsus bolivianus Gallardo, 1961
561. Lysapsus caraya Gallardo, 1964
562. Lysapsus laevis (Parker, 1935)
563. Lysapsus limellum Cope, 1862
564. Ololygon agilis (Cruz & Peixoto, 1983)
565. Ololygon albicans (Bokermann, 1967)
566. Ololygon alcatraz (B. Lutz, 1973)
567. Ololygon angrensis (B. Lutz, 1973)
568. Ololygon arduous (Peixoto, 2002)
569. Ololygon argyreornata (Miranda-Ribeiro, 1926)
570. Ololygon ariadne (B. Lutz, 1973)
571. Ololygon aromothyella (Faivovich, 2005)
572. Ololygon atrata (Peixoto, 1989)
573. Ololygon belloni (Faivoivch, Gasparini & Haddad, 2010)
574. Ololygon berthae (Barrio, 1962)
575. Ololygon brieni (Witte, 1930)
576. Ololygon caissara (Lourenço, Zina, Catroli, Kasahara, Faivovich & Haddad, 2016)
577. Ololygon canastrensis (Cardoso & Haddad, 1982)
578. Ololygon carnevallii Caramaschi & Kisteumacher, 1989
579. Ololygon catharinae (Boulenger, 1888)
580. Ololygon centralis (Pombal & Bastos, 1996)
581. Ololygon cosenzai (Lacerda, Peixoto & Feio, 2012)
582. Ololygon faivovichi (Brasileiro, Oyamaguchi & Haddad, 2007)
583. Ololygon avoguttata (A. Lutz & B. Lutz, 1939)
584. Ololygon goya Andrade, Santos, Rocha, Pombal & Vaz-Silva, 2018
585. Ololygon heyeri Peixoto & Weygoldt, 1986
586. Ololygon hiemalis (Haddad & Pombal, 1987)
587. Ololygon humilis (A.Lutz & B. Lutz in B. Lutz, 1954)
588. Ololygon insperata (Silva & Alves-Silva, 2011)
589. Ololygon kautskyi Carvalho-e-Silva & Peixoto, 1991
590. Ololygon jureia (Pombal & Gordo, 1991)
591. Ololygon littoralis (Pombal & Gordo, 1991)
592. Ololygon littoreus Peixoto, 1988
593. Ololygon longilinea (B. Lutz, 1968)
594. Ololygon luizotavioi Caramaschi & Kisteumacher, 1989
595. Ololygon machadoi (Bokermann & Sazima, 1973)
596. Ololygon melanodactyla (Lourenço, Luna & Pombal, 2014)
8382
597. Ololygon melloi Peixoto, 1989
598. Ololygon muriciensis (Cruz, Nunes & Lima, 2011)
599. Ololygon obtriangulata (B. Lutz, 1973)
600. Ololygon peixotoi (Brasileiro, Haddad, Sawaya & Martins, 2007)
601. Ololygon perpusilla (A. Lutz & B. Lutz, 1939)
602. Ololygon pombali (Lourenço, Carvalho, Baêta, Pezzuti & Leite, 2013)
603. Ololygon ranki (Andrade & Cardoso, 1987)
604. Ololygon rizibilis (Bokermann, 1964)
605. Ololygon skaios (Pombal, Carvalho, Canelas & Bastos, 2010)
606. Ololygon skuki (Lima, Cruz & Azevedo, 2011)
607. Ololygon strigilata (Spix, 1824)
608. Ololygon tripui (Lourenço, Nascimento & Pires, 2010)
609. Ololygon trapicheiroi (A. Lutz & B. Lutz in B. Lutz, 1954)
610. Ololygon tupinamba (Silva & Alves-Silva, 2008)
611. Ololygon v-signata (B. Lutz, 1968)
612. Osteocephalus buckleyi (Boulenger, 1882)
613. Osteocephalus cabrerai (Cochran & Goin, 1970)
614. Osteocephalus camufatus Jungfer, Verdade, Faivovich & Rodrigues, 2016
615. Osteocephalus castaneicola Moravec, Aparicio, Guerrero-Reinhard, Calderón,
Jungfer & Gvoždík, 2009
616. Osteocephalus deridens Jungfer, Ron, Seipp & Almendariz, 2000
617. Osteocephalus helenae (Ruthven, 1919)
618. Osteocephalus leprieurii (Duméril & Bibron, 1841)
619. Osteocephalus oophagus Jungfer & Schiesari, 1995
620. Osteocephalus planiceps Cope, 1874
621. Osteocephalus subtilis Martins & Cardoso, 1987
622. Osteocephalus taurinus Steindachner, 1862
623. Osteocephalus vilarsi (Melin, 1941)
624. Phyllodytes acuminatus Bokermann, 1966
625. Phyllodytes amadoi Vörös, Dias & Solé, 2017
626. Phyllodytes brevirostris Peixoto & Cruz, 1988
627. Phyllodytes edelmoi Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003
628. Phyllodytes gyrinaethes Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003
629. Phyllodytes kautskyi Peixoto & Cruz, 1988
630. Phyllodytes luteolus (Wied, 1824)
631. Phyllodytes maculosus Cruz, Feio & Cardoso, 2007
632. Phyllodytes megatympanum Marciano, Lantyer-Silva & Solé, 2017
633. Phyllodytes melanomystax Caramaschi, Silva & Britto-Pereira, 1992
634. Phyllodytes praeceptor Orrico, Dias & Marciano, 2018
635. Phyllodytes punctatus Caramaschi & Peixoto, 2004
636. Phyllodytes tuberculosus Bokermann, 1966
637. Phyllodytes wuchereri (Peters, 1873)
638. Pseudis bolbodactyla A. Lutz, 1925
639. Pseudis cardosoi Kwet, 2000
640. Pseudis fusca Garman, 1883
641. Pseudis minuta Günther, 1858
642. Pseudis paradoxa (Linnaeus, 1758)
643. Pseudis platensis Gallardo, 1961
644. Pseudis tocantins Caramaschi & Cruz, 1998
645. Scarthyla goinorum (Bokermann, 1962)
646. Scinax acuminatus (Cope, 1862)
647. Scinax alter (B. Lutz, 1973)
648. Scinax auratus (Wied, 1821)
649. Scinax baumgardneri (Rivero, 1961)
650. Scinax boesemani (Goin, 1966)
651. Scinax cabralensis Drummond, Baêta & Pires, 2007
652. Scinax caldarum (B. Lutz, 1968)
653. Scinax camposseabrai (Bokermann, 1968)
654. Scinax cardosoi (Carvalho-e-Silva & Peixoto, 1991)
655. Scinax constrictus Lima, Bastos & Giaretta, 2004
656. Scinax cretatus Nunes & Pombal, 2011
657. Scinax crospedospilus (A. Lutz, 1925)
658. Scinax cruentommus (Duellman, 1972)
659. Scinax curicica Pugliesse, Pombal & Sazima, 2004
660. Scinax cuspidatus (A. Lutz, 1925)
661. Scinax dolloi (Werner, 1903)
662. Scinax duartei (B. Lutz, 1951)
663. Scinax eurydice (Bokermann, 1968)
664. Scinax exiguus (Duellman, 1986)
665. Scinax funereus (Cope, 1874)
666. Scinax fuscomarginatus (A. Lutz, 1925)
667. Scinax fuscovarius (A. Lutz, 1925)
668. Scinax garbei (Miranda-Ribeiro, 1926)
669. Scinax granulatus (Peters, 1871)
670. Scinax haddadorum Araujo-Vieira, Valdujo & Faivovich, 2016
671. Scinax hayii (Barbour, 1909)
672. Scinax iquitorum Moravec, Tuanama, Perez & Lehr, 2009
673. Scinax imbegue Nunes, Kwet & Pombal, 2012
674. Scinax juncae Nunes & Pombal, 2010
675. Scinax lindsayi Pyburn, 1992
676. Scinax madeirae (Bokermann, 1964)
677. Scinax maracaya (Cardoso & Sazima, 1980)
678. Scinax montivagus Juncá, Napoli, Nunes, Mercês & Abreu, 2015
679. Scinax nasicus (Cope, 1862)
8584
680. Scinax nebulosus (Spix, 1824)
681. Scinax onca Ferrão, Moravec, Fraga, Almeida, Kaefer & Lima, 2017
682. Scinax pachycrus (Miranda-Ribeiro, 1937)
683. Scinax pedromedinae (Henle, 1991)
684. Scinax perereca Pombal, Haddad & Kasahara, 1995
685. Scinax proboscideus (Brongersma, 1933)
686. Scinax rogerioi Pugliesi, Baêta & Pombal, 2009
687. Scinax rossaferesae Conte, Araujo-Vieira, Crivellari & Berneck, 2016
688. Scinax rostratus (Peter, 1863)
689. Scinax ruber (Laurenti, 1768)
690. Scinax ruberoculatus Ferrão, Fraga, Moravec, Kaefer & Lima, 2018
691. Scinax rupestris Araujo-Vieira, Brandão & Faria, 2015
692. Scinax sateremawe Sturaro & Peloso, 2014
693. Scinax similis (Cochran, 1952)
694. Scinax squalirostris (A. Lutz, 1925)
695. Scinax strussmannae Ferrão, Moravec, Kaefer, Fraga & Lima, 2018
696. Scinax tigrinus Nunes, Carvalho & Pereira, 2010
697. Scinax tymbamirim Nunes, Kwet & Pombal, 2012
698. Scinax villasboasi Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós, Segalla & Haddad, 2014
699. Scinax x-signatus (Spix, 1824)
700. Sphaenorhynchus botocudo Caramaschi, Almeida & Gasparini, 2009
701. Sphaenorhynchus bromelicola Bokermann, 1966
702. Sphaenorhynchus cammaeus Roberto, Araujo-Vieira, Carvalho-e-Silva & Ávila,
2017
703. Sphaenorhynchus canga Araujo-Vieira, Lacerda, Pezzuti, Assis & Cruz, 2015
704. Sphaenorhynchus caramaschii Toledo, Garcia, Lingnau & Haddad, 2007
705. Sphaenorhynchus carneus (Cope, 1868)
706. Sphaenorhynchus dorisae (Goin, 1957)
707. Sphaenorhynchus lacteus (Daudin, 1800)
708. Sphaenorhynchus mirim Caramaschi, Almeida & Gasparini, 2009
709. Sphaenorhynchus palustris Bokermann, 1966
710. Sphaenorhynchus pauloalvini Bokermann, 1973
711. Sphaenorhynchus planicola (A. Lutz & B. Lutz, 1938)
712. Sphaenorhynchus platycephalus (Werner, 1894)
713. Sphaenorhynchus prasinus Bokermann, 1973
714. Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953)
715. Tepuihyla shushupe Ron, Venegas, Ortega-Andrade, Gagliardi-Urrutia & Salerno,
2016
716. Trachycephalus atlas Bokermann, 1966
717. Trachycephalus coriaceus (Peters, 1867)
718. Trachycephalus cunauaru Gordo, Toledo, Suárez, Kawashita-Ribeiro, Ávila,
Morais & Nunes, 2013
719. Trachycephalus dibernardoi Kwet & Solé, 2008
720. Trachycephalus hadroceps (Duellman & Hoogmoed, 1992)
721. Trachycephalus helioi Nunes, Suárez, Gordo & Pombal, 2013
722. Trachycephalus imitatrix (Miranda-Ribeiro, 1926)
723. Trachycephalus lepidus (Pombal, Haddad & Cruz, 2003)
724. Trachycephalus mambaiensis Cintra, Silva, Silva-Jr, Garcia & Zaher, 2009
725. Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867)
726. Trachycephalus nigromaculatus Tschudi, 1838
727. Trachycephalus resinictrix (Goeldi, 1907)
728. Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758)
729. Xenohyla eugenioi Caramaschi, 1998
730. Xenohyla truncata (Izecksohn, 1959)
Family Hylodidae
731. Crossodactylus aeneus Müller, 1924
732. Crossodactylus boulengeri (De Witte, 1930)
733. Crossodactylus caramaschii Bastos & Pombal, 1995
734. Crossodactylus cyclospinus Nascimento, Cruz & Feio, 2005
735. Crossodactylus dantei Carcerelli & Caramaschi, 1993
736. Crossodactylus dispar A. Lutz, 1925
737. Crossodactylus franciscanus Pimenta, Caramaschi & Cruz, 2015
738. Crossodactylus gaudichaudii Duméril & Bibron, 1841
739. Crossodactylus grandis B. Lutz, 1951
740. Crossodactylus lutzorum Carcerelli & Caramaschi, 1993
741. Crossodactylus schmidti Gallardo, 1961
742. Crossodactylus timbuhy Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014
743. Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Lütken, 1862)
744. Crossodactylus werneri Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014
745. Hylodes amnicola Pombal, Feio & Haddad, 2002
746. Hylodes asper (Müller, 1924)
747. Hylodes babax Heyer, 1982
748. Hylodes caete Malagoli, de Sá, Canedo & Haddad, 2017
749. Hylodes cardosoi Lingnau, Canedo & Pombal, 2008
750. Hylodes charadranaetes Heyer & Cocroft, 1986
751. Hylodes dactylocinus Pavan, Narvaes & Rodrigues, 2001
752. Hylodes fredi Canedo & Pombal, 2007
753. Hylodes glaber (Miranda-Ribeiro, 1926)
754. Hylodes heyeri Haddad, Pombal & Bastos, 1996
755. Hylodes japi de Sá, Canedo, Lyra & Haddad, 2015
756. Hylodes lateristrigatus (Baumann, 1912)
757. Hylodes magalhaesi (Bokermann, 1964)
758. Hylodes meridionalis (Mertens, 1927)
8786
759. Hylodes mertensi (Bokermann, 1956)
760. Hylodes nasus (Lichtenstein, 1823)
761. Hylodes ornatus (Bokermann, 1967)
762. Hylodes otavioi Sazima & Bokermann, 1983
763. Hylodes perere Silva & Benmaman, 2008
764. Hylodes perplicatus (Miranda-Ribeiro, 1926)
765. Hylodes phyllodes Heyer & Cocroft, 1986
766. Hylodes pipilans Canedo & Pombal, 2007
767. Hylodes regius Gouvêa, 1979
768. Hylodes sazimai Haddad & Pombal, 1995
769. Hylodes uai Nascimento, Pombal & Haddad, 2001
770. Hylodes vanzolinii Heyer, 1982
771. Megaelosia apuana Pombal, Prado & Canedo, 2003
772. Megaelosia bocainensis Giaretta, Bokermann & Haddad, 1993
773. Megaelosia boticariana Giaretta & Aguiar, 1998
774. Megaelosia goeldii (Baumann, 1912)
775. Megaelosia jordanensis (Heyer, 1983)
776. Megaelosia lutzae Izecksohn & Gouvêa, 1985
777. Megaelosia massarti (De Witte, 1930)
Family Leptodactylidae (Leiuperinae)
778. Edalorhina perezi Jiménez de la Espada, 187
779. Engystomops freibergi (Donoso-Barros, 1969)
780. Engystomops petersi Jiménez de la Espada, 1872
781. Physalaemus aguirrei Bokermann, 1966
782. Physalaemus albifrons (Spix, 1824)
783. Physalaemus albonotatus (Steindachner, 1864)
784. Physalaemus angrensis Weber, Gonzaga & Carvalho-e-Silva, 2006 “2005”
785. Physalaemus atim Brasileiro & Haddad, 2015
786. Physalaemus atlanticus Haddad & Sazima, 2004
787. Physalaemus barrioi Bokermann, 1967
788. Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861)
789. Physalaemus bokermanni Cardoso & Haddad, 1985
790. Physalaemus caete Pombal & Madureira, 1997
791. Physalaemus camacan Pimenta, Cruz & Silvano, 2005
792. Physalaemus carrizorum Cardozo & Pereyra, 2018
793. Physalaemus centralis Bokermann, 1962
794. Physalaemus cicada Bokermann, 1966
795. Physalaemus crombiei Heyer & Wolf, 1989
796. Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826
797. Physalaemus deimaticus Sazima & Caramaschi, 1988
798. Physalaemus ephippifer (Steindachner, 1864)
799. Physalaemus erikae Cruz & Pimenta, 2004
800. Physalaemus erythros Caramaschi, Feio & Guimarães-Neto, 2003
801. Physalaemus evangelistai Bokermann, 1967
802. Physalaemus feioi Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010
803. Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883)
804. Physalaemus henselii (Peters, 1872)
805. Physalaemus insperatus Cruz, Cassini & Caramaschi, 2008
806. Physalaemus irroratus Cruz, Nascimento & Feio, 2007
807. Physalaemus jordanensis Bokermann, 1967
808. Physalaemus kroyeri (Reinhardt & Lütken, 1862)
809. Physalaemus lateristriga (Steindachner, 1864)
810. Physalaemus lisei Braun & Braun, 1977
811. Physalaemus maculiventris (Lutz, 1925)
812. Physalaemus marmoratus (Reinhardt & Lütken, 1862)
813. Physalaemus maximus Feio, Pombal & Caramaschi, 1999
814. Physalaemus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1937)
815. Physalaemus nanus (Boulenger, 1888)
816. Physalaemus nattereri (Steindachner, 1863)
817. Physalaemus obtectus Bokermann, 1966
818. Physalaemus olfersii (Lichtenstein & Martens, 1856)
819. Physalaemus orophilus Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010
820. Physalaemus riograndensis Milstead, 1960
821. Physalaemus rupestris Caramaschi, Carcerelli & Feio, 1991
822. Physalaemus signifer (Girard, 1853)
823. Physalaemus soaresi Izecksohn, 1965
824. Physalaemus spiniger (Miranda-Ribeiro, 1926)
825. Pleurodema alium Maciel & Nunes, 2010
826. Pleurodema bibroni Tschudi, 1838
827. Pleurodema brachyops (Cope, 1869)
828. Pleurodema diplolister (Peters, 1870)
829. Pseudopaludicola ameghini (Cope, 1887)
830. Pseudopaludicola atragula Pansonato, Mudrek, Veiga-Menocello, Rossa-Feres,
Martins & Strüssmann, 2014
831. Pseudopaludicola boliviana Parker, 1927
832. Pseudopaludicola canga Giaretta & Kokubum, 2003
833. Pseudopaludicola ceratophyes Rivero & Serna, 1984
834. Pseudopaludicola facureae Andrade & Carvalho, 2013
835. Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867)
836. Pseudopaludicola orencei Andrade, Haga, Lyra, Leite, Kwet, Haddad, Toledo &
Giaretta, 2018
837. Pseudopaludicola giarettai Carvalho, 2012
8988
838. Pseudopaludicola hyleaustralis Pansonato, Morais, Ávila, Kawashita-Ribeiro,
Strüssmann & Martin, 2013
839. Pseudopaludicola ibisoroca Pansonato, Veiga-Menoncello, Mudrek, Jansen,
Recco-Pimentel, Martins & Strüssmann, 2016
840. Pseudopaludicola jaredi Andrade, Magalhães, Nunes-de-Almeida, Veiga-
Menoncello, Santana, Garda, Loebmann, Recco-Pimentel, Giaretta & Toledo, 2016
841. Pseudopaludicola jazmynmcdonaldae Andrade, Silva, Koroiva, Fadel & Santana,
2019
842. Pseudopaludicola matuta Andrade, Haga, Lyra, Carvalho, Haddad, Giaretta &
Toledo, 2018
843. Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994
844. Pseudopaludicola motorzinho Pansonato, Veiga-Menoncello, Mudrek, Jansen,
Recco-Pimentel, Martins & Strüssmann, 2016
845. Pseudopaludicola murundu Toledo, Siqueira, Duarte, Veiga-Menoncello, Recco
-Pimentel & Haddad, 2010
846. Pseudopaludicola mystacalis (Cope, 1887)
847. Pseudopaludicola parnaiba Roberto, Cardozo & Avila, 2013
848. Pseudopaludicola pocoto Magalhães, Loebmann, Kokubum, Haddad & Garda, 2014
849. Pseudopaludicola restinga Cardozo, Baldo, Pupin, Gasparini & Haddad, 2018
850. Pseudopaludicola saltica (Cope, 1887)
851. Pseudopaludicola ternetzi Miranda-Ribeiro, 1937
Family Leptodactylidae (Leptodactylinae)
852. Adenomera ajurauna (Berneck, Costa & Garcia, 2008)
853. Adenomera andreae (Müller, 1923)
854. Adenomera araucaria Kwet & Angulo, 2002
855. Adenomera bokermanni (Heyer, 1973)
856. Adenomera cotuba Carvalho & Giaretta, 2013
857. Adenomera diptyx (Boettger, 1885)
858. Adenomera engelsi Kwet, Steiner & Zillikens, 2009)
859. Adenomera heyeri Boistel, Massary & Angulo, 2006
860. Adenomera hylaedactyla (Cope, 1868)
861. Adenomera juikitam Carvalho & Giaretta, 2013
862. Adenomera marmorata Steindachner, 1867
863. Adenomera martinezi (Bokermann, 1956)
864. Adenomera nana (Müller, 1922)
865. Adenomera phonotriccus Carvalho, Giaretta, Angulo, Haddad & Peloso, 2019
866. Adenomera saci Carvalho & Giaretta, 2013
867. Adenomera thomei (Almeida & Ângulo, 2006)
868. Hydrolaetare caparu Jansen, Gonzalez-Álvares & Köhler, 2007
869. Hydrolaetare dantasi (Bokermann, 1959)
870. Hydrolaetare schmidti (Cochran & Goin, 1959)
871. Leptodactylus bolivianus Boulenger, 1898
872. Leptodactylus bufonius Boulenger, 1894
873. Leptodactylus caatingae Heyer & Juncá, 2003
874. Leptodactylus camaquara Sazima & Bokermann, 1978
875. Leptodactylus chaquensis Cei, 1950
876. Leptodactylus cunicularius Sazima & Bokermann, 1978
877. Leptodactylus cupreus Caramaschi, Feio & São-Pedro, 2008
878. Leptodactylus didymus Heyer, García-Lopez & Cardoso, 1996
879. Leptodactylus diedrus Heyer, 1994
880. Leptodactylus discodactylus Boulenger, 1884
881. Leptodactylus elenae Heyer, 1978
882. Leptodactylus avopictus A. Lutz, 1926
883. Leptodactylus furnarius Sazima & Bokermann, 1978
884. Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799)
885. Leptodactylus gracilis (Duméril & Bibron, 1841)
886. Leptodactylus guianensis Heyer & de Sá, 2011
887. Leptodactylus hylodes (Reinhardt & Lütken, 1862)
888. Leptodactylus jolyi Sazima & Bokermann, 1978
889. Leptodactylus knudseni Heyer, 1972
890. Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824)
891. Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875
892. Leptodactylus latrans (Steen, 1815)
893. Leptodactylus lauramiriamae Heyer & Crombie, 2005
894. Leptodactylus leptodactyloides (Andersson, 1945)
895. Leptodactylus longirostris Boulenger, 1882
896. Leptodactylus macrosternum Miranda-Ribeiro, 1926
897. Leptodactylus marambaiae Izecksohn, 1976
898. Leptodactylus myersi Heyer, 1995
899. Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824)
900. Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861)
901. Leptodactylus natalensis A. Lutz, 1930
902. Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978
903. Leptodactylus ochraceus A. Lutz, 1930
904. Leptodactylus oreomantis Carvalho, Leite & Pezzuti, 2013
905. Leptodactylus paraensis Heyer, 2005
906. Leptodactylus pentadactylus (Laurenti, 1768)
907. Leptodactylus petersii (Steindachner, 1864)
908. Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936
909. Leptodactylus podicipinus (Cope, 1862)
910. Leptodactylus pustulatus (Peters, 1870)
911. Leptodactylus rhodomystax Boulenger, 1884
912. Leptodactylus rhodonotus (Günther, 1869)
9190
913. Leptodactylus riveroi Heyer & Pyburn, 1983
914. Leptodactylus rugosus Noble, 1923
915. Leptodactylus sabanensis Heyer, 1994
916. Leptodactylus sertanejo Giaretta & Costa, 2007
917. Leptodactylus spixi Heyer, 1983
918. Leptodactylus stenodema Jiménez de la Espada, 1875
919. Leptodactylus syphax Bokermann, 1969
920. Leptodactylus tapiti Sazima & Bokermann, 1978
921. Leptodactylus troglodytes A. Lutz, 1926
922. Leptodactylus validus Garman, 1888
923. Leptodactylus vastus A. Lutz, 1930
924. Leptodactylus viridis Jim & Spirandeli-Cruz, 1973
925. Leptodactylus wagneri (Peters, 1862)
926. Lithodytes lineatus (Schneider, 1799)
Family Leptodactylidae (Paratelmatobiinae)
927. Crossodactylodes bokermanni Peixoto, 1983
928. Crossodactylodes itambe Barata, Santos, Leite & Garcia, 2013
929. Crossodactylodes izecksohni Peixoto, 1983
930. Crossodactylodes pintoi Cochran, 1938
931. Crossodactylodes septentrionalis Teixeira, Recoder, Amaro, Damasceno,
Cassimiro & Rodrigues, 2013
932. Paratelmatobius cardosoi Pombal & Haddad, 1999
933. Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938)
934. Paratelmatobius lutzii B. Lutz & Carvalho, 1958
935. Paratelmatobius mantiqueira Pombal & Haddad, 1999
936. Paratelmatobius poecilogaster Giaretta & Castanho, 1990
937. Paratelmatobius yepiranga Garcia, Berneck & Costa, 2009
938. Rupirana cardosoi Heyer, 1999
939. Scythrophrys sawayae (Cochran, 1953)
Family Microhylidae (Adelastinae)
940. Adelastes hylonomos Zweifel, 1986
Family Microhylidae (Gastrophryninae)
941. Arcovomer passarellii Carvalho, 1954
942. Chiasmocleis alagoana Cruz, Caramaschi & Freire, 1999
943. Chiasmocleis albopunctata (Boettger, 1885)
944. Chiasmocleis altomontana Forlani, Tonini, Cruz, Zaher & de Sá, 2017
945. Chiasmocleis antenori (Walker, 1973)
946. Chiasmocleis atlantica Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 1997
947. Chiasmocleis avilapiresae Peloso & Sturaro 2008
948. Chiasmocleis bassleri Dunn, 1949
949. Chiasmocleis bicegoi Miranda-Ribeiro, 1920
950. Chiasmocleis capixaba Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 1997
951. Chiasmocleis carvalhoi (Nelson, 1975)
952. Chiasmocleis centralis Bokermann, 1952
953. Chiasmocleis cordeiroi Caramaschi & Pimenta, 2003
954. Chiasmocleis crucis Caramaschi & Pimenta, 2003
955. Chiasmocleis gnoma Canedo, Dixo & Pombal, 2004
956. Chiasmocleis haddadi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014
957. Chiasmocleis hudsoni Parker, 1940
958. Chiasmocleis jimi Caramaschi & Cruz, 2001
959. Chiasmocleis lacrimae Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014
960. Chiasmocleis leucosticta (Boulenger, 1888)
961. Chiasmocleis mantiqueira Cruz, Feio & Cassini, 2007
962. Chiasmocleis mehelyi Caramaschi & Cruz, 1997
963. Chiasmocleis migueli Forlani, Tonini, Cruz, Zaher & de Sá, 2017
964. Chiasmocleis papachibe Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014
965. Chiasmocleis quilombola Tonini, Forlani & Sá, 2014
966. Chiasmocleis royi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014
967. Chiasmocleis sapiranga Cruz, Caramaschi & Napoli, 2007
968. Chiasmocleis schubarti Bokermann, 1952
969. Chiasmocleis shudikarensis Dunn, 1949
970. Chiasmocleis tridactyla (Duellman & Mendelson, 1995)
971. Chiasmocleis ventrimaculata (Andersson, 1945)
972. Chiasmocleis veracruz Forlani, Tonini, Cruz, Zaher & de Sá, 2017
973. Ctenophryne geayi Mocquard, 1904
974. Dasypops schirchi Miranda-Ribeiro, 1924
975. Dermatonotus muelleri (Boettger, 1885)
976. Elachistocleis bicolor (Valenciennes in Guérin-Menéville, 1838)
977. Elachistocleis bumbameuboi Caramaschi, 2010
978. Elachistocleis carvalhoi Caramaschi, 2010
979. Elachistocleis cesarii (Miranda Ribeiro, 1920)
980. Elachistocleis corumbaensis Piva, Caramaschi & Albuquerque, 2017
981. Elachistocleis helianneae Caramaschi, 2010
982. Elachistocleis erythrogaster Kwet & Di-Bernardo, 1998
983. Elachistocleis magna Toledo, 2010
984. Elachistocleis matogrosso Caramaschi, 2010
985. Elachistocleis muiraquitan Nunes-de-Almeida & Toledo, 2012
986. Elachistocleis piauiensis Caramaschi & Jim, 1983
987. Elachistocleis surumu Caramaschi, 2010
988. Hamptophryne alios (Wild, 1995)
989. Hamptophryne boliviana (Parker, 1927)
9392
990. Myersiella microps (Duméril & Bibron, 1841)
991. Stereocyclops histrio (Carvalho, 1954)
992. Stereocyclops incrassatus Cope, 1870
993. Stereocyclops palmipes Caramaschi, Salles & Cruz, 2012
994. Stereocyclops parkeri (Wettstein, 1934)
Family Microhylidae (Otophryninae)
995. Otophryne pyburni Campbell & Clarke, 1998
996. Synapturanus mirandaribeiroi Nelson & Lescure, 1975
997. Synapturanus salseri Pyburn, 1975
Family Odontophrynidae
998. Macrogenioglottus alipioi Carvalho, 1946
999. Odontophrynus americanus (Duméril & Bibron, 1841)
1000. Odontophrynus carvalhoi Savage & Cei, 1965
1001. Odontophrynus cultripes Reinhardt & Lütken, 1861
1002. Odontophrynus juquinha Rocha, Sena, Pezzuti, Leite, Svartman, Rosset,
Baldo & Garcia, 2017
1003. Odontophrynus lavillai Cei, 1985
1004. Odontophrynus maisuma Rosset, 2008
1005. Odontophrynus monachus Caramaschi & Napoli, 2012
1006. Odontophrynus salvatori Caramaschi, 1996
1007. Proceratophrys appendiculata (Günther, 1873)
1008. Proceratophrys ararype Mângia, Koroiva, Nunes, Roberto, Ávila, Sant’Anna,
Santana & Garda, 2018
1009. Proceratophrys aridus Cruz, Nunes & Juncá, 2012
1010. Proceratophrys avelinoi Mercadal-de-Barrio & Barrio, 1993
1011. Proceratophrys bagnoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos, 2013
1012. Proceratophrys belzebul Dias, Amaro, Carvalho-e-Silva & Rodrigues, 2013
1013. Proceratophrys bigibbosa (Peters, 1872)
1014. Proceratophrys boiei (Wied, 1824)
1015. Proceratophrys branti Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos, 2013
1016. Proceratophrys brauni Kwet & Faivovich, 2001
1017. Proceratophrys caramaschii Cruz, Nunes & Juncá, 2012
1018. Proceratophrys carranca Godinho, Moura, Lacerda & Feio, 2013
1019. Proceratophrys concavitympanum Giaretta, Bernarde & Kokubum, 2000
1020. Proceratophrys cristiceps (Müller, 1884)
1021. Proceratophrys cururu Eterovick & Sazima, 1998
1022. Proceratophrys dibernardoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos, 2013
1023. Proceratophrys gladius Mângia, Santana, Cruz & Feio, 2014
1024. Proceratophrys goyana (Miranda-Ribeiro, 1937)
1025. Proceratophrys huntingtoni Ávila, Pansonato & Strüssmann, 2012
1026. Proceratophrys itamari Mângia, Santana, Cruz & Feio, 2014
1027. Proceratophrys izecksohni Dias, Amaro, Carvalho-e-Silva & Rodrigues, 2013
1028. Proceratophrys laticeps Izecksohn & Peixoto, 1981
1029. Proceratophrys mantiqueira Mângia, Santana, Cruz & Feio, 2014
1030. Proceratophrys melanopogon (Miranda-Ribeiro, 1926)
1031. Proceratophrys minuta Napoli, Cruz, Abreu & Del-Grande, 2011
1032. Proceratophrys moehringi Weygoldt & Peixoto, 1985
1033. Proceratophrys moratoi (Jim & Caramaschi 1980)
1034. Proceratophrys palustris Giaretta & Sazima, 1993
1035. Proceratophrys paviotii Cruz, Prado & Izecksohn, 2005
1036. Proceratophrys phyllostomus Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1999
1037. Proceratophrys pombali Mângia, Santana, Cruz & Feio, 2014
1038. Proceratophrys redacta Teixeira, Amaro, Recoder, Vechio & Rodrigues, 2012
1039. Proceratophrys renalis (Miranda-Ribeiro, 1920)
1040. Proceratophrys rondonae Prado & Pombal, 2008
1041. Proceratophrys rotundipalpebra Martins & Giaretta, 2013
1042. Proceratophrys sanctaritae Cruz & Napoli, 2010
1043. Proceratophrys schirchi (Miranda-Ribeiro, 1937)
1044. Proceratophrys strussmannae Ávila, Kawashita-Ribeiro & Morais, 2011
1045. Proceratophrys subguttata Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1999
1046. Proceratophrys tupinamba Prado & Pombal, 2008
1047. Proceratophrys vielliardi Martins & Giaretta, 2011
Family Phyllomedusidae
1048. Callimedusa atelopoides (Duellman, Cadle & Cannatella, 1988)
1049. Callimedusa tomopterna (Cope, 1868)
1050. Cruziohyla craspedopus (Funkhouser, 1957)
1051. Hylomantis aspera (Peters, 1873)
1052. Hylomantis granulosa (Cruz, 1989)
1053. Phasmahyla cochranae (Bokermann, 1966)
1054. Phasmahyla cruzi Carvalho-e-Silva, Silva & Carvalho-e-Silva, 2009
1055. Phasmahyla exilis (Cruz, 1980)
1056. Phasmahyla guttata (A. Lutz, 1924)
1057. Phasmahyla jandaia (Bokermann & Sazima, 1978)
1058. Phasmahyla lisbella Pereira, Rocha, Folly, Silva & Santana, 2018
1059. Phasmahyla spectabilis Cruz, Feio & Nascimento, 2008
1060. Phasmahyla timbo Cruz, Napoli & Fonseca, 2008
1061. Phrynomedusa appendiculata (A. Lutz, 1925)
1062. Phrynomedusa bokermanni Cruz, 1991
1063. Phrynomedusa dryade Baêta, Giasson, Pombal & Haddad, 2016
1064. Phrynomedusa mbriata Miranda-Ribeiro, 1923
1065. Phrynomedusa marginata (Izecksohn & Cruz, 1976)
9594
1066. Phrynomedusa vanzolinii Cruz, 1991
1067. Phyllomedusa bahiana A. Lutz, 1925
1068. Phyllomedusa bicolor (Boddaert, 1772)
1069. Phyllomedusa boliviana Boulenger, 1902
1070. Phyllomedusa burmeisteri Boulenger, 1882
1071. Phyllomedusa camba De la Riva, 1999
1072. Phyllomedusa distincta A. Lutz in B. Lutz, 1950
1073. Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885
1074. Phyllomedusa sauvagii Boulenger, 1882
1075. Phyllomedusa tarsius (Cope, 1868)
1076. Phyllomedusa tetraploidea Pombal & Haddad, 1992
1077. Phyllomedusa vaillantii Boulenger, 1882
1078. Pithecopus araguaius Haga, Andrade, Bruschi, Recco-Pimentel & Giaretta, 2017
1079. Pithecopus ayeaye B. Lutz, 1966
1080. Pithecopus azureus (Cope, 1862)
1081. Pithecopus centralis (Bokermann, 1965)
1082. Pithecopus hypochondrialis (Daudin, 1800)
1083. Pithecopus megacephalus (Miranda-Ribeiro, 1926)
1084. Pithecopus nordestinus (Caramaschi, 2006)
1085. Pithecopus oreades (Brandão, 2002)
1086. Pithecopus palliatus (Peters, 1873)
1087. Pithecopus rohdei (Mertens, 1926)
1088. Pithecopus rusticus (Bruschi, Lucas, Garcia & Recco-Pimentel, 2016)
Family Pipidae
1089. Pipa arrabali Izecksohn, 1976
1090. Pipa carvalhoi (Miranda-Ribeiro, 1937)
1091. Pipa pipa (Linnaeus, 1758)
1092. Pipa snethlageae Müller, 1914
Family Ranidae
1093. Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) – INVASIVE SPECIES
1094. Lithobates palmipes (Spix, 1824)
ORDER CAUDATA
Family Plethodontidae (Hemidactyliinae)
1095. Bolitoglossa altamazonica (Cope, 1874)
1096. Bolitoglossa caldwellae Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013
1097. Bolitoglossa madeira Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013
1098. Bolitoglossa paraensis (Unterstein, 1930)
1099. Bolitoglossa tapajonica Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013
ORDER GYMNOPHIONA
Family Caeciliidae
1100. Caecilia armata Dunn, 1942
1101. Caecilia gracilis Shaw, 1802
1102. Caecilia mertensi Taylor, 1973
1103. Caecilia tentaculata Linnaeus, 1758
1104. Oscaecilia hypereumeces Taylor, 1968
Family Rhinatrematidae
1105. Rhinatrema bivittatum (Cuvier in Guérin-Méneville, 1829)
1106. Rhinatrema gilbertogili Maciel, Sampaio, Hoogmoed & Schneider, 2018
1107. Rhinatrema ron Wilkinson & Gower, 2010
1108. Rhinatrema uaiuai Maciel, Sampaio, Hoogmoed & Schneider, 2018
Family Siphonopidae
1109. Brasilotyphlus braziliensis (Dunn, 1945)
1110. Brasilotyphlus dubium Correia, Nunes, Gamble, Maciel, Marques-Souza, Fouquet,
Rodrigues & Mott, 2018
1111. Brasilotyphlus guarantanus Maciel, Mott & Hoogmoed, 2009
1112. Luetkenotyphlus brasiliensis (Lütken, 1852)
1113. Microcaecilia butantan Wilkinson, Antoniazzi & Jared, 2015
1114. Microcaecilia marvaleewakeae Maciel & Hoogmoed, 2013
1115. Microcaecilia rochai Maciel & Hoogmoed, 2011
1116. Microcaecilia supernumeraria Taylor, 1969
1117. Microcaecilia taylori Nussbaum & Hoogmoed, 1979
1118. Microcaecilia trombetas Maciel & Hoogmoed, 2011
1119. Mimosiphonops reinhardti Wilkinson & Nussbaum, 1992
1120. Mimosiphonops vermiculatus Taylor, 1968
1121. Siphonops annulatus (Mikan, 1820)
1122. Siphonops hardyi Boulenger, 1888
1123. Siphonops insulanus Ihering, 1911
1124. Siphonops leucoderus Taylor, 1968
1125. Siphonops paulensis Boettger, 1892
Family Typhlonectidae
1126. Atretochoana eiselti (Taylor, 1968)
1127. Chthonerpeton arii Cascon & Lima-Verde, 1994
1128. Chthonerpeton braestrupi Taylor, 1968
1129. Chthonerpeton exile Nussbaum & Wilkinson, 1987
1130. Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt & Lütken, 1862)
1131. Chthonerpeton noctinectes Silva, Britto-Pereira & Caramaschi, 2003
1132. Chthonerpeton perissodus Nussbaum & Wilkinson 1987
9796
1133. Chthonerpeton tremembe Maciel, Leite, Silva-Leite, Leite & Cascon, 2015
1134. Chthonerpeton viviparum Parker & Wettstein, 1929
1135. Nectocaecilia petersii (Boulenger, 1882)
1136. Potomotyphlus kaupii (Berthold, 1859)
1137. Typhlonectes compressicauda (Duméril & Bibron, 1841)
REFERENCES
Frost, D.R. 2019. Amphibian Species of the World: An Online Reference. Version
6.0. (Access February 26, 2019). Electronic Database accessible at: http://rese-
arch.amnh.org/ herpetology/amphibia/index.html. American Museum of Natu-
ral History, New York, USA.
Dendrobates leucomelas
Amajari - RR
@ Haroldo Palo Jr.
9998
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
As citações no texto devem ser organizadas primeiro em ordem cronológica e segundo em ordem alfabéti-
ca, de acordo com o seguinte formato: Silva (1998)…, Silva (1999: 14-20)…, Silva (1998: gs. 1, 2)…, Silva
(1998a, b)…, Silva & Oliveira (1998)…, (Silva & Oliveira, 1998a, b; Adams, 2000)…, (H. R. Silva, com.
pess.)…, e Silva et al. (1998) para mais de dois autores.
A seção de Referências Bibliográcas deve ser organizada primeiro em ordem alfabética e, em seguida, em
ordem cronológica, de acordo com o seguinte formato:
Artigo de revista:
Silva, H. R., H. Oliveira & S. Rangel. Ano. Título. Nome completo da revista, 00(00):000-000’.
Livro: Silva, H. R. Ano. Título. Editora, local, 000 ‘p.’
Capítulo em livro:
Silva, H. R. Ano. Título do capítulo; pp. 000-000. In: H. Oliveira, & S. Rangel (Eds.), Título do Livro. Edi-
tora, local.
Dissertações e teses:
Silva, H. R. Ano. Título. Tese de doutorado ou Dissertação de mestrado, Universidade, local, 000 ‘p.’
Página de Internet:
Silva, H. R. Data da página. Título da seção ou página particular. Título da página geral. Data da consulta, URL.
APÊNDICES, TABELAS, LEGENDAS DAS FIGURAS:
Esses itens devem ser organizados em sequência, após as Referências Bibliográcas.
Apêndices:
Os apêndices devem ser numerados usando números romanos na mesma sequência em que aparecem no
texto. Por exemplo, Apêndice I: Espécimes Examinados.
Legendas:
As legendas devem incluir informação suciente para que sejam entendidas sem que seja necessária a
leitura do corpo do texto.
Tabelas:
As tabelas devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. Devem ser formatadas
com linhas horizontais e sem linhas verticais.
Figuras:
As guras devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. Figuras compostas devem
ser submetidas como um arquivo único. Cada parte de uma gura composta deve ser identicada (preferen-
cialmente com letra maiúscula Arial de tamanho 8-12 pontos) e descrita na legenda. As guras devem ser
submetidas em arquivos separados de alta resolução (300 dpi e tamanho de impressão de pelo menos 18 cm
de largura) em formato JPG ou EPS.
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não sócios da Sociedade Brasileira de Herpetologia, e não possui custos associados a
publicação. Por se tratar de uma revista eletrônica de divulgação da sociedade, não há
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tória Natural & Distribuição Geográca, cujos textos podem ser redigidos em
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autores com liação e endereço eletrônico, o corpo do texto, os agradecimentos e a lista
de referências bibliográcas. Os manuscritos em inglês que não atingirem o nível de
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serão devolvidos para correção ou tradução para português.
Notas de Distribuição Geográca & História Natural e artigos de Métodos serão re-
visadas por pares: o editor de área responsável e pelo menos um revisor convidado.
Autores podem sugerir até três revisores potenciais para avaliar sua nota, cando a
escolha do revisor a critério do editor. A autoria dos manuscritos será de conhecimento
dos revisores, que poderão se identicar ou permanecer anônimos.
Instruções
para Autores
101100
INSTRUÇÕES ESPECIAIS PARA
NOTAS DE HISTÓRIA NATURAL
A Herpetologia Brasileira publica notas de história natural que apresentem novos re-
gistros dos mais variados aspectos da história natural de representantes de um táxon,
como dieta, eventos de predação, comportamento reprodutivo, comportamento defen-
sivo, período de atividade, uso de habitat, etc. Tais registros devem incluir a identica-
ção em nível de espécie dos táxons de anfíbios e/ou répteis abordados – identicação
em nível de gênero poderá ser aceita em situações especiais avaliadas caso a caso. No
caso de registros de dieta, os itens alimentares devem ser identicados até o menor
nível taxonômico possível. O uso de fotograas ou ilustrações é altamente encorajado.
No corpo do texto, os autores devem indicar claramente a relevância da observação
descrita. Apreciamos textos que tragam uma revisão de literatura do tópico abordado
para a espécie em questão. Por exemplo, ao reportar a observação de um novo táxon
na dieta ou como predador de uma espécie, encoramos os autores a apresentarem tam-
bém uma revisão de quais táxons já foram registrados como presa/predador de tal
espécie.
A distribuição geográca da espécie envolver 10 ou menos localidades conhecidas.
A espécie for considerada extinta, estiver classicada em alguma categoria de ameaça,
classicada como deciente em dados (DD) ou quase ameaçada (NT) na mais recente lista
ocial de espécies ameaçadas da fauna do país ou da unidade federativa do novo registro.
O novo registro resultar em uma ampliação da distribuição geográca conhecida da
espécie em pelo menos 200 km em linha reta.
O novo registro preencher uma lacuna geográca de pelo menos 200 km de raio entre duas
localidades onde há registro histórico da presença da espécie.
O novo registro resultar em uma ampliação da distribuição da espécie em pelo menos 400
metros de altitude.
Coordenadas geográcas
Devem ser apresentadas em Graus Decimais (GD), seguidas por sua latitude e longitude,
ou adotar um símbolo negativo (-) para indicar hemisfério Sul e Oeste. Graus devem ser
indicados pelo seu símbolo especíco (°) e jamais por outros símbolos ou letras sobres-
critos, como zero (0) ou O (O). Minutos devem ser indicados pelo símbolo prime (′) e
segundos pelo double prime (″) e jamais por aspas ou similares. Por vezes, coordenadas
com precisão excessiva (e irreal) são publicadas (veja Meiri, 2018: https://escholarship.
org/uc/item/2n3349jg). Assim, solicitamos aos autores que atentem para essa questão.
Usualmente, basta uma casa decimal nos segundos no sistema GMS (e.g., 20°48′07.2″ S,
42°51′28.8″ W) e três casas decimais no sistema GD (e.g., -20.802°, -42.858°) para indicar
uma coordenada de coleta precisa.
SOBRE A NECESSIDADE DE MATERIAL TESTEMUNHO
Tanto notas de História Natural quanto de Distribuição Geográca requerem que mate-
rial testemunho (vouchers) esteja devidamente depositado em coleção cientíca de acesso
público e que o número de tombamento do(s) espécime(s) seja informado. Além disso, os
números de licenças de coleta devem ser explicitamente mencionados quando os vouchers
forem oriundos de coletas dos autores.
Notas sem material testemunho depositado em coleção serão aceitas exclusivamente
quando o(s) caractere(s) diagnóstico(s) do(s) táxon(s) puder(em) ser aferido(s) indubita-
velmente por fotograas. Cabe ao editor e revisores a decisão nal quanto à viabilidade de
identicação de um espécime fotografado.
INSTRUÇÕES ESPECIAIS
PARA NOTAS DE DISTRIBUIÇÃO
GEOGRÁFICA
A Herpetologia Brasileira publica notas de distribuição geográca referentes a herpe-
tofauna, apresentando novos registros que ampliem a distribuição geográca de uma
ou mais espécies, preferencialmente acompanhada de uma revisão/atualização dos
registros geográcos conhecidos, pelo menos em escala nacional. Fotos dos exem-
plares que serviram de base para o novo registro, assim como um mapa representando
a distribuição geográca conhecida da espécie tratada são altamente recomendados.
Sempre que possível, a legenda dos mapas deve informar a fonte dos shape les e ras-
ters utilizados em sua confecção.
Os novos registros devem representar o primeiro registro de um táxon para o país,
para alguma unidade federativa, bioma, ou para uma bacia hidrográca, EXCETO
quando ao menos um dos itens a seguir for aplicável:
... https://doi.org/10.33256/hj30.1.2734 Recently, Brazil has previously been recognised as a global leader in the creation of protected areas (Jenkins & Joppa, 2009;Loyola, 2014), a key conservation strategy considering in protecting the large number of amphibians species (~1,140 amphibian species; Segalla et al., 2019). In Brazil, the first protected area was established in 1937 (Cabral & Brito, 2013) and ever since the United Nations Conference on Environment and Development in 1992 (the Rio "Earth Summit") more than two thousand have been created (Vieira et al., 2019). ...
... We chose to focus on anurans for this study, as 96 % of amphibians in Brazil are anuran species (Segalla et al., 2019); of which 41 species are currently threatened by extinction and 167 species are Data Deficient (according to the Brazilian Red List; MMA, 2018). We searched for studies that provided list of anuran species in Brazilian protected areas. ...
... Approximately half of all anuran species inhabiting in Brazil (Segalla et al., 2019) were included into these inventory studies, and those one occur in at least one of the 101 protected areas. Recently, illustrated that only 63 % of all currently extant amphibian species (~8,050 spp.) are estimated to occur in the worlds' global protected area network. ...
... Brazil shelters a great diversity of frogs (1,136 species; Segalla et al., 2019) and reptiles (848 species; Costa et al., 2021), and many species of these taxa can be found in caves (Matavelli et al., 2015;present study). Thus, it is important to know the ecological conditions that attract these animals to caves, as well as the relative importance of such habitats to their survival. ...
Article
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Amphibians and reptiles use caves in different lithologies and biomes. However, the ecological reasons for such behavior have so far not been investigated in a broad scale. We surveyed 945 Brazilian caves in three biomes (Caatinga, Cerrado, and the Amazon), from which 269 had frogs and reptiles. We classified species of amphibians (34) and reptiles (19) according to natural history traits including habit, activity, diet composition, foraging strategy, and developmental mode (anurans).
... , representing approximately 11% of Atlantic Forest(Rossa-Feres et al., 2017) and 7% of the Brazilian anuran fauna(Segalla et al., 2019). Hylidae was the richest family (37 species or 53%) followed by Leptodactylidae (12 or 17.1%), Bufonidae (5 or 7.1%), Brachycephalidae (5 or 7.1%), ). ...
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Understanding the spatial variation in species richness and the mechanisms that limit species range sizes along geographical gradients belong to the central research issues in macroecology. Here, we aim to test the topographic and climatic effects on anuran species richness and community composition in mountainous regions in the Brazilian Atlantic Forest biome. We used Individual-Based Rarefaction Curve (interpolation and extrapolation), Generalized Additive Model (GAM), Midpoint method and Principal Coordinates Analysis (PCoA) to analyze the topographic and climatic effects on anuran community composition, richness, and range sizes in a global biodiversity hotspot. Our results showed that altitude and annual mean temperature and temperature seasonality were the main drivers of species altitudinal range sizes and community assembly in mountainous regions. In conclusion, Anuran community richness peaked at intermediate altitudes following thus a hump-shaped pattern and corroborated the Rapoport's altitudinal rule as range sizes increased with altitude in mountainous regions from the Atlantic Forest biome. This study revealed new insights into the patterns and drivers of Neotropical anuran communities.
... Currently, 50 species of the Odontophrynidae family have been identified, with the genus Miranda-Ribeiro, 1920 making up 40 species registered in Brazil, Argentina, and Paraguay (Segalla et al. 2019, Mângia et al. 2020, Frost 2021. Species of the genus Proceratophry can be clumped into four species groups, based on the morphological similarities of adult individuals (Cruz et al. 2005, Prado & Pombal 2008, Mângia et al. 2018: P. appendiculata, P. bigibbosa, P. boiei and P. cristiceps species groups. ...
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Parasites are an important component of the global biomass, having significant roles in several regulatory mechanisms in the ecosystem. Parasitism is one of the most common ecological interactions on the planet. Studies have shown that the helminth fauna of only 8% of amphibian species in Brazil have been studied, and this percentage is lower for the Odontophrynidae family, with only four of the 50 species kown to occur in Brazil having been investigated. Here, we present the helminth fauna of Proceratophrys ararype, an anuran endemic to the “Brejo de Altitude” Chapada do Araripe (Araripe Plateau), northeastern Brazil. The infection parameters analyzed were prevalence, mean intensity of infection and mean abundance of parasites. We used the Pearson’s linear correlation coefficient to check the correlations between the abundance of the parasites with the snout-vent length (SVL) of hosts. To verify the degree of aggregation of parasites in hosts, we used the dispersion index. Out of 40 specimens examined, 19 specimens were infected with at least one parasite. The overall prevalence was 47.5% with a mean infection intensity of 18.93 ± 10.77. The endoparasitic community associated with P. ararype consisted of six species of parasites, with Falcaustra mascula having the highest prevalence (25%). Most parasites had a uniform dispersion index in the hosts and their abundance was unrelated to host size. Here, we also present a compilation of all parasites associated with host species of the genus Proceratophrys from South America. Overall, we found 23 species of parasites associated with five host species (P. ararype, P. appendiculata, P. boiei, P. cristiceps, P. mantiqueira). Of these, two species of parasites (Oswaldocruzia mazzai and Strongyloides sp.) represent new records for the genus Proceratophrys. Our results demonstrate the lack of studies on amphibian helminth fauna and fill an important knowledge gap on the diversity of parasites of Proceratophrys ararype, an endemic frog from the Araripe Plateau, northeastern Brazil.
... Brazilian amphibians are among the world's most diverse, with approximately 1136 recognized species (Segalla et al. 2019). The Atlantic Forest is home of an important portion of this richness (around 600 species) and most species are found in ombrophilous forest vegetation, which has high rates of endemism, in just over half (approximately 52%) of the species (Rossa-Feres et al. 2017). ...
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The Brazilian Atlantic Forest holds a major part of the country’s amphibian species richness and high rates of endemism. In this study, we conducted surveys using the Rapid Assessment (RA) method to sample the amphibian fauna of the Serra das Torres Natural Monument (MONAST), an Atlantic Forest remnant in southeastern Brazil. We sampled actively with a 6-10-person team to collect standard samples from 09:00 to 12:00 hours for the daytime period, and from 18:00 to 22:00 hours for the crepuscular/nighttime period, with a total of approximately 1,320 hours of sampling effort. We supplemented these data with 720 hours of passive sampling, using pitfall traps with drift fences (30 bucket-days). We recorded 54 amphibian species (two gymnophionans and 52 anurans), and the species richness estimated by the Bootstrap method indicates that a slightly larger number of species (n = 60) may occur in the study area. The most speciose family was Hylidae (n = 21), followed by Brachycephalidae (n = 8). Overall, 25% of the species (n = 13) were recorded only once (singletons) and 15% (n = 8) only twice (doubletons). Most amphibians recorded in this study (71%, n = 37 species) were restricted to the Atlantic Forest biome, two species (Euparkerella robusta and Luetkenotyphlus fredi) are endemic to the Espírito Santo state, and one of them, the leaf litter species E. robusta, is endemic to the MONAST. Euparkerella robusta is currently listed as Vulnerable by the IUCN and is classified as Critically Endangered in the Espírito Santo State red list, while L. fredi has yet to be evaluated due to its recent description. Thoropa lutzi is currently listed as Endangered (EN) by both the IUCN and in the State list. Nine species are listed as Data Deficient (DD) and populations of 13 species are considered to be declining by the IUCN. We extend the geographical distribution of two anuran species (Hylodes babax and Phasmahyla lisbella) and fill an important gap in the distribution of Siphonops hardyi. Amphibians associated with the forest floor represented 42% of the species richness from MONAST, and 43% of these species inhabit the leaf litter exclusively. Our study revealed that Serra das Torres preserves a considerable diversity of Atlantic Forest amphibians, which reinforces the need for the conservation of this forest remnant.
... The amphibian richness of Brazil comprises more than a thousand species representing approximately 14% of the global biodiversity of this vertebrate class (Segalla et al. 2019;Frost 2020). This high number of species can be related to the complexity of the biomes such as Mata Atlântica, Cerrado, and also their transitional areas which harbor several habitats (Haddad & Prado 2005;Mittermeier et al. 2005). ...