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Morphologisch-anatomische Untersuchungen zur Mykorrhiza von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn (Dennstaedtiaceae)

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Abstract and Figures

Morphological-anatomical studies on the mycorrhiza of Pteridium aquilinum (L.) Kuhn (Dennstaedtiaceae) Bachelor thesis
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Morphologisch-anatomische Untersuchungen zur
Mykorrhiza von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn
(Dennstaedtiaceae)
Bachelorarbeit
vorgelegt von
Henning Sack
Philipps-Universität Marburg
Fachbereich Biologie
-Spezielle Botanik-
bei
Dr. Stephan Imhof
Marburg an der Lahn, September 2018
Erstgutachter: Dr. Stephan Imhof
Zweitgutachter: Prof. Dr. Diethart Matthies
Vorwort
Warum ich Pflanzen studiere? Weil sie nicht weglaufen können! ist eine meiner
häufigsten Antworten auf diese Frage. Manche lachen dann, andere wiederum
schauen irritiert. Natürlich steckt in dieser Aussage mehr Ironie als Überzeugung,
aber im Eigentlichen ist sie der Anfang meines Interesses. Pflanzen können nicht
weglaufen. Sie bleiben in der Natur bis zu ihrem Lebensende an dem Ort, an dem sie
gekeimt sind. Wenn es uns Menschen zu heiß ist, gehen wir in den Schatten und
warten die Hitze ab. Wenn der Büffel Durst hat, zieht er zum nächsten Wasserloch
und trinkt daraus. Sobald also eine hinderliche oder ungünstige Situation auftritt,
können höhere Lebewesen diese umgehen und sich an anderen Stellen Abhilfe
schaffen. Natürlich gibt es auch bei diesem Beispiel Ausnahmen. Pflanzen hingegen
haben den Nachteil, ortsständig zu sein, unbewegliche Geschöpfe, die der Welt und
ihren Launen hilflos ausgesetzt sind. Und dennoch überleben sie, wachsen und
verbreiten sich, fest mit ihren Wurzeln im Erdreich verankert. Hierzu entwickelten sie
im Laufe der Evolution Strategien und Mechanismen, um dieses Handicap
auszugleichen und auf Besonderheiten ihres Standortes -wie zum Beispiel Boden-
und Umweltfaktoren- zu reagieren. Ich möchte eine dieser Strategien am Beispiel
von Pilzen, genauer gesagt Mykorrhiza-Pilzen, näher beschreiben.
Das riesige unterirdische Pilz-Netzwerk, das Myzel, hilft den Pflanzen bei ihrer
Versorgung mit Wasser und Nährstoffen. Da die Pilze selber keine Fotosynthese
betreiben nnen, bekommen sie von der Pflanze Energie in Form von
Kohlenhydraten. So leben die Pilze mit den umgebenden Pflanzen in einer
mutualistischen Symbiose, ein Zusammenleben mit Vorteilen auf beiden Seiten. Ich
denke, die meisten kennen das Bild aus dem Biologieunterricht: Ein Baum und ein
großer Pilz geben sich lachend die Hand, symboltragend für ihre tolle
Zusammenarbeit und gegenseitige Hilfe.
Um nun Antworten auf meine interessenbedingten Fragen zu finden, habe ich mich in
der nachfolgenden Abschlussarbeit mit dem Thema der Symbiose zwischen den
Mykorrhiza-Pilzen und dem heimischen Adlerfarn (Pteridium aquilinum (L.) Kuhn)
beschäftigt.
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung .............................................................................................................. 1
1.1 Symbiose .............................................................................................................. 1
1.2 Mykorrhiza allgemein ............................................................................................ 2
1.2.1 Funktion der Mykorrhiza ................................................................................. 5
1.2.2 Einteilung der Mykorrhizatypen ...................................................................... 6
1.2.3 Arbuskuläre Mykorrhiza .................................................................................. 9
1.3 Systematik der untersuchten Art Pteridium aquilinum ........................................ 13
1.3.1 Die Ordnung Polypodiales (Tüpfelfarnartige) ............................................... 13
1.3.2 Die Familie Dennstaedtiaceae (Adlerfarngewächse) .................................... 15
1.3.3 Die Gattung Pteridium .................................................................................. 15
1.3.4 Pteridium aquilinum (L.) Kuhn ...................................................................... 16
1.4 Wurzeln und Rhizome bei Farnen ...................................................................... 17
1.4.1 Das Rhizom von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn ........................................... 18
1.4.2 Die Wurzeln der Farne ................................................................................. 18
1.5 Zielsetzung ......................................................................................................... 19
2. Material und Methoden ....................................................................................... 20
2.1 Fundorte ............................................................................................................. 20
2.2 Materialbeschaffung, Selektion und Fixierung .................................................... 21
2.3 Trypanblau-Färbung und Quetschpräparation .................................................... 21
2.4 Histologische Untersuchung ............................................................................... 22
2.4.1 Paraffineinbettung ........................................................................................ 22
2.4.2 Herstellung der Dünnschnitte ....................................................................... 23
2.4.3 Histologische Färbung .................................................................................. 23
2.5 Unicryleinbettung für Semidünnschnitte ............................................................. 24
2.5.1 Einbettung in Kunstharz (Unicryl
TM
) .............................................................. 24
2.5.2 Herstellung der Semidünnschnitte ................................................................ 25
2.5.3 Färbung mit Toluidinblau und Dauerpräparation .......................................... 25
2.6 Fotografische Dokumentation ............................................................................. 26
2.7 Konfokale Lascerscanmikroskopie (KLSM) ........................................................ 26
2.7.1 Vorbereitung und spezifische Färbung ......................................................... 27
2.7.2 Aufnahme mit dem KLSM............................................................................. 28
3. Ergebnisse .......................................................................................................... 29
3.1 Morphologie der Rhizome und Wurzeln .............................................................. 29
3.2 Anatomie der Wurzeln und Rhizome .................................................................. 31
3.3 Mykorrhizastrukturen .......................................................................................... 34
3.3.1 Quantitative Untersuchung und Quetschpräparation .................................... 34
3.3.2 Unicryl
TM
-Semidünnschnitte ......................................................................... 36
3.3.3 KLSM............................................................................................................ 39
4. Diskussion .......................................................................................................... 42
4.1 Morphologie der Rhizome und Wurzeln .............................................................. 42
4.2 Anatomie der Rhizome und Wurzeln .................................................................. 43
4.3 Mykorrhizastrukturen .......................................................................................... 44
4.3.1 Quantitative Untersuchung und Quetschpräparation .................................... 44
4.3.2 Qualitative Untersuchung der Mykorrhiza..................................................... 46
5. Zusamenfassung ................................................................................................ 49
6. Literaturverzeichnis............................................................................................ 50
7. Abbildungs- und Tabellenverzeichnis .............................................................. 59
8. Abkürzungsverzeichnis ..................................................................................... 60
9. Danksagung ........................................................................................................ 61
10. Eigenständigkeitserklärung ............................................................................. 62
Einleitung
1
1. Einleitung
1.1 Symbiose
Als Symbiose wird eine intime und oft andauernde Verbindung zwischen zwei oder
mehreren Arten bezeichnet, die eine Vielzahl von organismischen Interaktionen in
verschiedenen Umgebungen umfassen kann (Martin 2017). Dabei ist die Symbiose
auf Ebene von komplexeren Organismen eher die Regel als die Ausnahme. Die
vorteilhaften Wechselbeziehungen zwischen artverschiedenen Organismen spielen
eine sehr einflussreiche Rolle im Leben von Pflanzen und deren Ökosystemen
(Smith u. Read 2008). Das Wort Symbiose ist eine Verknüpfung der beiden
altgriechischen rter sýn für zusammen und bíos für Leben, wörtlich übersetzt
also Zusammenleben (Douglas 1994).
Ausgehend von seinen Arbeiten an Krustenflechten schlug Albert Bernhard Frank
1876 erstmalig den Begriff Symbiotismus vor, da er nach einer Bezeichnung für das
blosse Zusammenleben zweier verschiedenartigen Wesen suchte und der bisherige
Begriff Parasitismus keine klaren Verhältnisse über die Beziehung der involvierten
Organismen bot (Frank 1876). Dabei unterteilte er die Verhältnisse in mehrere Stufen
mit unterschiedlichen Eigenschaften. Der Pseudoparasitismus, die niedrigste Stufe,
stellt ein zufälliges Aufeinandertreffen zweier Wesen dar, wobei die Verbindung für
keinen der beiden notwendig ist, sondern auf einer rein mechanischen Beziehung
beruht. Die nächste Stufe, der Parasitismus, ist mindestens für ein beteiligtes
Individuum notwendig, welches Frank als Parasit oder Schmarotzer bezeichnet.
Diese ernähren sich von ihrem Partner, ohne eine Gegenleistung zu erbringen. Bei
der dritten Stufe, der Miethe, lebt der Miether im Körper des Wirths, assimiliert
aber selbständig seine lebensnotwendigen Stoffe, damit der Wirth nicht zu Schaden
kommt. Dieser erhält sogar einen Teil der assimilierten Nährstoffe, sodass Frank hier
von einer Art Gastfreundschaft spricht. In der letzten und höchsten Stufe des
Symbiotismus, verbinden sich beide Lebewesen zu einem Individuum und bewältigen
dabei gegenseitige obligatorische Dienstleistungen. In diesem Verhältnis, welches
Frank als Homobium bezeichnet, verlieren die beiden Individuen ihre
Selbstständigkeit und fungiren nur noch als Organ des Ganzen.
Wenige Jahre später war es Anton de Bary, der in seinem Vortrag Die
Erscheinungen der Symbiose (1879) erstmals das Zusammenleben ungleichnamiger
Organismen als Symbiose charakterisierte. Diese Definition schloss neben
Einleitung
2
kooperativen auch parasitische Wechselbeziehungen ein. Mit der Zeit änderten sich
die Bedeutungen der Begriffe Symbiose und Parasitismus: Die Symbiose erhielt die
Eigenschaften einer vorteilhaften Wechselbeziehung, wohingegen der Parasitismus
mit der Pathogenese gleichgesetzt wurde (Smith u. Read 2008). Innerhalb dieser
beiden Zustände gibt es jede vorstellbare Abstufung (de Bary, 1879). Desweitern
verweist de Bary auf das Werk Die Schmarotzer des Thierreichs (1876) von Pierre
Joseph van Beneden, welcher die Beziehung zwischen Parasit und Wirt als
mutualistisch beschreibt, sobald diese in einem Verhältnis gegenseitiger Förderung
steht.
Unter Mutualismus (aus lat. mutuus = gegenseitig) werden interspezifische
Wechselbeziehungen zusammengefasst, aus denen sich für alle Beteiligten Vorteile
ergeben (Smith u. Read 2008; Schmidt 2010). Wie de Bray (1879) schon anmerkte,
gibt es zwischen den beiden Extremen Ausbeutung und Nutzen eine enorme
Bandbreite an physiologischen Variationen (Smith u. Read 2008). Diese stufenlose
Einteilung wird als Mutualismus-Parasitismus-Kontinuum bezeichnet und beschreibt
die Verhältnisse symbiotischer Interaktionen als dynamische Punkte entlang dieses
Kontinuums (Bronstein 1994; Johnson et al. 1997). Der Botaniker Vale Vouk (1926)
schärft die Definition der Symbiose, indem er sie auf ein rein zelluläres
Zusammenleben heterogener Organismen reduziert und andere labile
Erscheinungen wie Kommensalismus und Synökie aus der Begriffsbestimmung
ausschließt. Die Symbiose ist vom Parasitismus abgeleitet und im finalen Sinne mit
dem Mutualismus gleichzusetzen (Vouk 1926).
1.2 Mykorrhiza allgemein
Der Begriff Mykorrhiza entstammt aus den beiden griechischen Wörtern mýkēs für
Pilz und rhiza für Wurzel und deutet auf eine Vereinigung zwischen speziellen
Bodenpilzen und Pflanzenwurzeln hin (Schaede 1962; Merckx 2013). 1885 wurde
Albert Bernard Frank vom Minister für Landwirtschaft, Domänen und Forsten
gebeten, die Zucht der Trüffel im Königreich Preußen zu fördern, indem er sich mit
Hilfe wissenschaftlicher Untersuchungen zu Vorkommen und Entwicklung des Pilzes
befassen sollte. Frank erkannte bei seinen Forschungen über den Zusammenhang
zwischen Mycelium des Pilzes und lebenden Baumwurzeln die Vielseitigkeit dieser
Thematik. Er erweiterte daraufhin seine Arbeiten und gelangte zu der Erkenntnis,
Einleitung
3
dass die Wurzelsysteme mancher Baumarten in Symbiose mit einem Pilzmycelium
stünden, welches eine Art Ammendienst erweise und die gesamte
Nährstoffversorgung des Baumes aus der Erde übernehme. Seine Beobachtungen
schließen auf zwei Komponenten dieser Symbiose: Die Baumwurzel und ein aus
Pilzhyphen bestehender Mantel, welcher mit der Rinde verwachsen ist und die ganze
Wurzel umhüllt. Diese Vereinigung zweier verschiedener Wesen zu einem
einheitlichen morphologischen Organ bezeichnet Frank als Pilzwurzel, die
Mycorhiza (Frank 1885). Dabei definierte er die Mykorrhizen mit interzellulären
Hyphen als ectotophisch und diejenigen mit intrazellulären Hyphen als
endotrophisch (Frank 1887).
Obwohl Frank nicht der erste war, der Ektomykorrhiza beschrieb, so war er doch der
erste, der ihre Bedeutung richtig interpretierte. Schon einige Jahre zuvor erwähnte
Theodor Hartig einen Pilzmantel samt Hyphen-Netzwerk bei Kiefernwurzeln (Hartig
1840). Allerdings erkannte er nicht den Pilzursprung dieser Strukturen und
verwechselte sie mit einer Art besonderen Wandstruktur der Wurzelzellen. Trotz
dieser falschen Deutung wurde ihm zu Ehren das interzelluläre Hyphen-Netzwerk
später als Hartig-Netz bezeichnet (Trappe 2005).
Fossile Funde von Hyphen und Sporen eines Pilzes, welche den heutigen
Mykorrhiza-Pilzen der Ordnung Glomerales (Glomeromycotina) sehr ähnlich sehen,
stammen aus dem Ordovizium vor rund 460 Millionen Jahren. Erste Verbindungen
zwischen Pilzen und bryophytischen Pflanzen können auf das frühe Devon, vor circa
400 Millionen Jahren zurückdatiert werden (Redecker 2000; Brundrett 2002). Auch
für die Beteiligung der Mucoromycotina, eine Unterabteilung der Pilze, gibt es
Anhaltspunkte. Glomeromycotina und Mucoromycotina sind zwar verschieden, haben
aber einen gleichen gemeinsamen Vorfahren und waren wahrscheinlich beide an der
Besiedlung des Landes durch Pflanzen mit beteiligt (Bidartondo et al. 2011).
Es ist bewiesen, dass die Kolonisierung des Landes durch Pflanzen nur mit Hilfe
symbiotischer Pilze ermöglicht worden ist (Pirozynski 1981; Wang u. Qiu 2006; Smith
u. Read 2008; Merckx 2013). Phylogenetische Analysen ermittelten die Vorfahren
der heutigen Pilze als einfache aquatische Formen mit begeißelten Sporen (James et
al. 2006). Pirozynski und Malloch (1975) stellten die Hypothese auf, die erste
symbiotische Verbindung sei zwischen einer semi-aquatischen Alge und einem
aquatischen Pilz vollzogen worden. Laut Brundrett (2002) könnten sich Wurzeln
allmählich aus Rhizomen entwickelt haben, um geeignetere Habitate für
Einleitung
4
Mykorrhizapilze bereitzustellen. Die Fähigkeit von Pilzen, Mykorrhiza mit Pflanzen zu
bilden, ist eine der bemerkenswertesten und dauerhaftesten Anpassungen des
Lebens an Land (Martin 2017).
Die Mykorrhiza-Gemeinschaft ist eine der wichtigsten Symbiosen der Natur und spielt
eine wichtige Rolle in verschiedenen irdischen Biomen sowie in der
Aufrechterhaltung dieser Ökosysteme (Read 1991; Merckx 2013; Martin 2017;
Merckx u. Bidartondo 2008). Ihre geographische Verbreitung reicht von der Arktis
über alpine Lagen und den gemäßigten Zonen bis in die Tropen (Schaede 1962).
Viele Forschungen sind in Bezug der Mykorrhiza-Verbreitung durchgeführt worden,
um den prozentualen Anteil der Mykorrhizierung der Wurzeln bei Pflanzenarten
festzustellen. 80% der Pflanzenarten und 92% der Pflanzenfamilien stehen in
Verbindung mit Mykorrhiza-Pilzen (Wang u. Qiu 2006). Dabei wurden 3617 Arten aus
263 Familien untersucht. Weitere Schätzungen kommen auf einen prozentualen
Anteil von über 90% der Pflanzen, die mit Pilzen interagieren (Trappe 1987; Aerts
2003; Merckx 2013). Neben den Spermatophyta bilden auch weitere Gruppen der
Tracheophyta, wie Bärlappgewächse und Farne sowie Marchantiophyta
(Lebermoose), Bryophyta (Laubmoose) und Anthocerotophyta (Hornmoose)
Symbiosen mit Pilzen. Auch wenn niedere Pflanzen noch keine echten Wurzeln
ausbilden, können deren Thallusgewebe von Mykorrhizen besiedelt werden (Stahl
1949; Read et al. 2000; Schüßler 2000; Merckx 2013; Remy et al. 1994). In vielen
Pflanzenfamilien gibt es Arten, die keine Verbindung mit Pilzen oder nur in
bestimmten Lebensräumen. Aufgrund der fehlenden engeren Verwandtschaft dieser
Familien wird davon ausgegangen, dass sie die Fähigkeit, Mykorrhiza zu bilden,
unabhängig voneinander verloren haben (Wang u. Qiu 2006). Weitere Gründe für die
Abwesenheit der Pilze könnten sein: Wachstum in Wasser- oder Feuchtgebieten,
nährstoffreiches Habitat oder der Besitz eines komplexen Wurzelsystems mit gut
entwickelten Wurzelhaaren (Trappe 1987). Ein weiterer Grund des Fehlens könnte
eine Art Abwehrmechanismus gegenüber Pilzen sein, welche die Pflanzen im Laufe
der Evolution entwickelt haben (Wang u. Qiu 2006).
Pilze sind ein wesentlicher Bestandteil der Boden-Mikroflora in vielen Ökosystemen
der Welt (Brundrett 1991; Remy et al. 1994). Die bei der Symbiose beteiligten Pilze
teilen sich in aseptierte Endophyten, wie die Glomeromycotina sowie die
Mucoromycotina und in septierte Pilze, wie Asco- und Basidiomyceten. Die
Einleitung
5
Unterabteilung Glomeromycotina ist neben den Mortierellomycotina und den
Mucoromycotina der Abteilung der Mucoromycota untergeordnet (Spatafora et al.
2016). Glomeromycotina wurden in der Vergangenheit der Abteilung der
Glomeromycota zugeordnet und sind in älteren Forschungsarbeiten auch noch
innerhalb des polyphyletischen Phylums der Zygomycota zu finden (Schüβler et al.
2001; Smith u. Read 2008). Mehr als 6000 Pilzarten sind in der Lage, mit
Pflanzenwurzeln Mykorrhiza zu bilden (Bonfante et al. 1995).
1.2.1 Funktion der Mykorrhiza
Wie schon zuvor festgestellt wurde, ist die Mykorrhiza-Symbiose in den meisten
Fällen eine mutualistische Interaktion, bei der die Pflanze sowie auch der Pilz
voneinander profitieren, sozusagen eine win-win-Situation. Der Großteil der
Pflanzen sind fakultativ autotrophe Symbionten, d.h. sie sind in der Lage, auch ohne
Besiedelung durch Pilze zu wachsen, solange die Mineralstoffversorgung
ausreichend ist. Mykorrhizapilze sind obligatorische heterotrophe Symbionten und
daher auf die Nährstoffe anderer autotropher Lebewesen angewiesen. Aus diesem
Grund lassen sie sich auch nur in Verbindung mit Pflanzenpartnern kultivieren (Smith
u. Read 2008; Campbell u. Reece 2009; Schüßler 2009).
Im Mittelpunkt der symbiotischen Wechselbeziehung steht die bidirektionale
Übertragung von Nährstoffen und Wasser. Die Pflanze (Phytobiont) erhält durch den
Pilz (Mykobiont) die im Boden enthaltenen Mineralstoffe wie Phosphor, Stickstoff (in
Form von Nitrat und Ammonium) sowie weitere Spurenelemente, welche nur in sehr
geringen Konzentrationen im Substrat vorkommen und schwer zu erschließen sind
(Vouk 1926; Smith u. Read 2008). Hinzu kommt eine erhöhte Aufnahme von Wasser.
Der Hauptgrund für die verbesserte Nährstoffaufnahme ist die
Oberflächenvergrößerung durch die Hyphen des Pilzes und die Erschließung von
Feinporen im Boden. Die Pilzhyphen sind wesentlich feiner (Ø 2-10µm) im Vergleich
zu den Pflanzenwurzeln (Ø >300µm) und generieren dadurch eine größere
Oberfläche. Des Weiteren wird auch ein größerer Bodenbereich um die Wurzeln
erschlossen (Smith et al. 2010). Bezogen auf die Bodenstruktur können die Hyphen
das Wasser und die darin gelösten Nährstoffe auch aus den Feinporen erschließen.
Besonders in sandigen Böden setzen sie Glomalin frei und verkleben dadurch die
Bodenpartikel, um die Wasserkapazität innerhalb der Bodenaggregate zu erhöhen
Einleitung
6
(Rillig u. Mummey 2006). Darüber hinaus interagieren Mykorrhizen mit den im Boden
befindlichen Mikroorganismen, um die Aggregierung weiter zu fördern und die Zahl
der Pflanzenpathogene zu minimieren (Filion et al. 1999; Schüßler 2009).
Die Hyphen der Pilze sind ebenfalls in der Lage, die umliegenden Pflanzen, auch
unterschiedlicher Arten, miteinander zu verbinden und ein großes gemeinschaftliches
Netzwerk zu kreieren. Daraus resultieren ein verbesserter Stoffaustausch und eine
Art Balance zwischen konkurrierenden Pflanzen innerhalb der Gemeinschaft
(Newman et al. 1992; Robinson u. Fitter 1999; Smith u. Read 2008).
Neben der Nährstoffversorgung bieten die Pilze auch einen gewissen Schutz vor
schädlichen Schwermetallen (Watt et al. 1991; Turnau et al. 1993).
Doch auch der pilzliche Symbiont bezieht aus dieser Interaktion seine Vorteile: Er
bekommt im Gegenzug für seine Dienste bis zu 20% des pflanzlich fixierten
Kohlenstoffes
in Form von Glucose, welches er für sein Wachstum und zur
Reproduktion nutzt. Mit einem Teil davon werden auch die mit ihm assoziierten
Bakterien ernährt (Bago et al. 2003; Merckx u. Bidartondo 2008; Merckx 2013).
Pilzsporen können zwar ohne Wirtspflanze keimen, sind aber abhängig von der
Pflanze, um ihren Lebenszyklus zu vervollständigen und eine neue Sporengeneration
hervorzubringen. Somit dient die Pflanze als Nische für das Bestehen und die
Verbreitung der Pilze (Parniske 2008).
Insgesamt verschafft die Mykorrhiza-Symbiose Pflanzen in entscheidenden Phasen
ihrer Entwicklung Zugang zu wichtigen Nährstoffen. Sie spielt einen entscheidenden
Rolle in der Landwirtschaft und der Wiederbesiedlung gestörter Habitate (Read 1991;
Schüßler 2009).
1.2.2 Einteilung der Mykorrhizatypen
Die Klassifizierung der Mykorrhiza begann mit Frank (1887), der zwischen den
ectotrophischen und endotrophischen Mykorrhizen (einschließlich der ericoiden und
der orchiden Mykorrhiza) unterschied. Melin (1923) präzisierte diese Klassifizierung
mit einer Erweiterung durch die ectendotrophischen Mykorrhizen. Nach einigen
Variationen der Wortbildung unterteilte Peyronel (1969) die Mykorrhiza in Ecto-,
Endo- und Ectendomykorrhiza. Basierend auf der Ernährung der verschiedenen
Pilzarten, die an Mykorrhiza beteiligt sind, schlägt Lewis (1973) eine Unterteilung in
sheathing, vesicular-arbuscular, orchidaceous und ericaceous vor.
Einleitung
7
Um die Mykorrhiza-Formen in verschiedene Gruppen einzuteilen, müssen sowohl die
Identität der an der Symbiose beteiligten Pilze wie auch die Morphologie der
Schnittstellen zwischen Pilz und Pflanze geklärt werden (Merckx 2013). Andere
Unterscheidungen nutzen die spezifischen Pilzstrukturen oder die Lokalisation des
Pilzes auf und/oder innerhalb der Pflanzenwurzel (Peyronel et al. 1969; Bidartondo
2005).
Zur Zeit wird zwischen sieben Mykorrhizatypen mit unterschiedlichen Eigenschaften
unterschieden: arbuskuläre Mykorrhiza, Ektomykorrhiza, Ektendomykorrhiza,
arbutoide Mykorrhiza, monotropoide Mykorrhiza, ericoide Mykorrhiza und orchide
Mykorrhiza (Smith u. Read 2008) (Tab. 1-1).
Durch diese Einteilungen der Mykorrhiza werden zwar Unterscheide und
Gemeinsamkeiten sichtbar, jedoch wird kein besonderes Augenmerk auf die
strukturelle Vielfalt der arbuskulären Mykorrhiza gelegt. Imhof (2009) schlägt daher
ein nach strukturellen Ähnlichkeiten klassifizierendes hierarchisches System vor, in
das sich auch neue, in der Zukunft liegende, Erkenntnisse besser integrieren lassen.
Dieses System besteht aus den drei übergeordneten Gruppen der Ektoverwandten
Mykorrhiza (ECM group), der arbuskuläre Mykorrhiza (AM group) und der orchide
Mykorrhiza (OM group).
Tab. 1-1: Eigenschaften der wichtigsten Mykorrhizatypen. Die strukturellen Merkmale
beziehen sich auf die ausgewachsene Form. Beiträge in Klammern zeigen seltene
Bedingungen an. (Abgewandelt, vgl. Smith u. Read, 2008)
Die arbuskuläre Mykorrhiza ist die weit verbreitetste Mykorrhizaform. Sie wird im
nächsten Kapitel (siehe 1.5.) näher beschrieben.
Bei den Ektomykorrhiza (ECM), griechisch ektos für außerhalb, formt der Pilz eine
Einleitung
8
Art Mantel, der die Wurzel umhüllt. Weitere Bestandteile sind ein in die Rhizosphäre
wachsendes Hyphensystem, welches Bodennährstoffe absorbiert sowie ein inneres
Hyphennetzwerk (Hartigsche Netz), das sich zwischen den epidermalen und
kortikalen Zellen (interzellulär) befindet und für den hrstoffaustausch
verantwortlich ist. Die ECM-bildenden Pilze kommen überwiegend aus den
Abteilungen der Basidio- und Ascomyceten. ECM-Pilze symbiotisieren meistens mit
hölzerne Pflanzen (Pinaceae, Fagaceae, Myrtaceae) und sind daher ein essentieller
Bestandteil der Wälder (Smith u. Read 2008; Merckx 2013).
Die Ektendomykorrhiza treten vor allem bei den Gattungen Pinus, Picea und Larix
auf. Der Pilzmantel ist reduziert oder fast gar nicht mehr vorhanden, wobei das
Hartig-Netz immer noch stark ausgeprägt ist. Sie ähneln in ihrer Struktur den
Ektomykorrhiza, unterscheiden sich aber durch ein vermehrtes Eindringen der
Pilzhyphen in die Innenräume der Rindenzellen (intrazellulär). Innerhalb der ersten
drei Zellschichten penetrieren die Hyphen noch den Zellzwischenraum. Danach
erfolgt der intrazelluläre Übergang, welcher dann im weiteren Besiedlungsablauf
vorherrschend ist (Piche et al. 1986; Smith u. Read 2008).
Die Mykobionten der arbutoiden Mykorrhiza stammen alle aus der Abteilung der
Basidiomycota und gehen vornehmlich Symbiosen mit den Gattungen Arbutus,
Arctostaphylos und dem Tribus Pyrolea der Ericaceae ein. Laut Molina und Trappe
(1982) können die Pilze der arbutoiden Mykorrhiza ebenfalls ECM ausbilden. Die
Pflanze spielt eine wichtige Rolle bei der Entwicklungsregulierung hinsichtlich der
mannigfaltigen Strukturen der Mykorrhiza. Strukturell unterscheiden sich die
Mykorrhiza zu den vorangegangen Kategorien durch die Beschränkung der
intrazellulären Penetration auf die epidermalen Schichten der Wurzel (Brundrett
2004; Smith u. Read 2008).
Die Pilze der monotropoiden Mykorrhiza werden bei Pflanzen der chlorophyllosen
Gattungen Monotropa und Hypopitisaus der Familie der Ericaceae gebildet.
Strukturell bilden sie einen gut entwickelten Pilzmantel und ein Hartig-Netz.
Besonders bei ihnen ist eine hochspezialisierte Struktur (fungal peg), welche, ähnlich
wie Haustorien, in die Epidermiszellen eindringen. Des Weiteren stellt das Pilzmycel
eine Verbindung mit anderen autotrophen Pflanzen her, welche die
mycoheterotrophen Pflanzen mit Photosyntheseprodukten versorgen (Duddridge u.
Read 1982; Smith u. Read 2008).
Vertreter der ericoiden Mykorrhiza sind vor allem Ascomycota, die eine Symbiose mit
Einleitung
9
den Arten der Ericaceae und Epacridaceae eingehen. Dabei kontaktieren Pilzhyphen
die verdickten epidermalen Zellwände besonders feiner Wurzeln (Haarwurzeln),
durchdringen diese und bilden intrazelluläre Hyphenknäule innerhalb der
Epidermiszellen. Jeder dieser Zellkomplexe stellt dabei eine geschlossene Einheit
dar. Nur in seltenen Fällen verlaufen feine Hyphen von Zelle zu Zelle. Abgesehen
von der intrazellulären Besiedlung sind sie den ECM sehr ähnlich. Laut Brundrett
(2002) könnten sie sogar aus diesen hervorgegangen sein (Peterson u. Massicotte
2004; Smith u. Read 2008).
Orchide Mykorrhiza, meistens mit Pilzen der Basidiomycota, bilden ausschließlich
Symbiosen mit Vertretern der Orchidaceae. Die überwiegende Mehrheit der
Orchideenarten ist grün und zumindest in den oberirdischen Stadien ihres
Lebenszyklus autotroph. Andere Arten bilden auch während ihrer adulten Phase kein
Chlorophyll und sind während ihres ganzen Lebens vollständig abhängig von Pilzen.
Die Samen von fast allen Orchideenarten sind extrem klein (Staubsamen) und
besitzen nur einen Bruchteil an Reservestoffen. Daher sind sie während ihrer
Keimung von Pilzen, meistens aus der Gattung Rhizoctonia, abhängig, welche
intrazelluläre Spulen, genannt Pelotons, bei den Protocormen des entwickelnden
Keimlings und den Wurzeln der adulten Pflanze bilden. Die Kolonisierung erfolgt
meist in den Parenchymzellen von Wurzeln und Protocorms, einige wurzellose
Orchideen entwickeln die Symbiose aber in Rhizomen (Leake 1994; Arditti u. Ghani
2000; Peterson u. Massicotte 2004; Smith u. Read 2008).
1.2.3 Arbuskuläre Mykorrhiza
Die arbuskuläre Mykorrhiza (AM) ist die häufigste sowie weitverbreitetste
Mykorrhizaform und bildet mit ca. 80 bis 90% aller Landpflanzen (Angiospermen,
Gymnospermen, Pteridophyten und Vertreter der Moose) eine Symbiose (Smith u.
Read 2008; Merckx 2013). Dabei ist zu beachten, dass Pflanzen mit mehreren Pilzen
gleichzeitig in Verbindung treten können (Giovannetti et al. 2004). Laut Gerdemann
(1968) ist es einfacher, die Pflanzen aufzulisten, die keine arbuskulären Mykorrhiza
bilden, als solche, die es tun. AM lassen sich meistens in artenreichen Ökosystemen
auf mineralischen Böden der mittleren Breiten finden (Read 1991; Smith u. Read
2008).
Einleitung
10
Die involvierten Mykobionten sind obligat-biotroph und gehören zum Subphylum
Glomeromycotina, welches dem Phylum Mucoromycota untergeordnet ist (Spatafora
et al. 2016). Sie leben seit über 400 Millionen Jahren morphologisch unverändert und
können daher als lebenden Fossilien betrachtet werden. Ihr Hyphennetzwerk ist
meistens unseptiert und heterokaryotisch. Bisher gibt es keine Beweise über sexuelle
Abschnitte im Lebenszyklus der Pilze und trotzdem kommt es zu einer hohen
genetischen Diversität, da der Austausch ihres Genmaterials über Anastomosen
zwischen den Hyphen erfolgt (Parniske 2008; Giovannetti et al. 2004).
Der Charakter der AM zeichnet sich vor allem durch drei Strukturen aus: Arbuskel,
Hyphenknäuel (coils) und Vesikel. Arbuskel sind kleine fein verzweigte baumähnliche
Strukturen mit einer großen Oberfläche für den bidirektionalen Stofftransport. Sie
sind das Ergebnis einer koordinierten subzellulären Entwicklung zwischen Wirtszelle
und Pilz (Parniske 2008). Arbuskulär leitet sich von dem lateinischen Wort
arbusculum für Bäumchen ab und bezieht sich auf die charakteristische Form. Coils
werden während der Penetration der Zellen geformt, bestehen aus sich stark
aufwickelnden Hyphen und sind ebenfalls für den Stoffaustausch verantwortlich. Im
Verhältnis zum Volumen haben Arbuskel eine größere Oberfläche als die
Hyphenknäuel. Vesikel sind dickwandige Strukturen mit unterschiedlichen Formen
und werden gebildet, wenn die Infektionseinheiten (Arbuskel, Coils) altern. Da sie
viele Lipide enthalten, fungieren sie als wichtige Speicherorgane des Pilzes (Smith u.
Read 2008; Schüßler 2009; Muthukumar u. Prabha 2013).
Der Begriff der vesikulär-arbuskulären Mykorrhiza (VAM), der seit vielen
Jahrzehnten verwendet worden war, wurde verworfen, da Vesikel nur von 80% der
AM-Pilze gebildet werden (Smith u. Read 2008).
Die älteste AM-Symbiose wurde in der fossilen Pflanzenart Aglaophyton major
gefunden und ist ca. 400 Millionen Jahre alt. Im Vergleich dazu: Der älteste ECM-
Fund ist gerade mal 50 Millionen Jahre alt (Lepage et al. 1997; Wang u. Qiu 2006).
Trappe (1987) sieht die AM als ursprünglichsten Typ der Mykorrhiza in
Angiospermen.
Der Besiedlungsvorgang zwischen den AM-Pilzen und der Wurzel ist ein komplexer
Prozess, der von einem Austausch verschiedener Signalmoleküle zwischen den
Symbionten begleitet wird. Häufigster Grund einer Infektion (im positiven Sinne) sind
Hyphen, welche aus Sporen keimen oder aus toten Wurzelfragmenten heraus
Einleitung
11
wachsen (Smith u. Read 2008). Die Wurzeln geben Botenstoffe (strigolactones) in
die Rhizosphäre ab, welche die Keimung der Sporen, das Wachstum und die
Verzweigung der Hyphen sowie die generelle physiologische Aktivität des Pilzes
fördern (Akiyama et al. 2005; Besserer et al. 2006). Der Pilz stößt sogenannte myc-
Faktoren aus, die, wenn sie von der Pflanze aufgenommen worden sind, relevante
Gene für die weitere Symbiose aktivieren (Kosuta et al. 2003; Kosuta et al. 2008).
Erreicht eine Hyphe die Epidermis, bildet sie auf der Oberfläche ein spezielles
Appressorium (Hyphopodia). Als Antwort produziert die Zelle einen PPA
(prepenetration apparatus), eine Einfaltung des Cytoplasmas, der für die Hyphe als
Tunnel in den Cortex der Wurzel fungiert. Die charakteristischen Arbuskel sowie
andere Hyphenformen der AM, deren Morphologie und Struktur vom Genotyp des
Pilzes und der Pflanze abhängig sind, entstehen innerhalb der Pflanzenzelle und sind
durch eine Plasmamembran (periarbuscular membran, PAM) von dem Cytoplasma
der Zelle separiert. Sie liegen somit außerhalb der Zelle. Über diese Membran
werden Nährstoffe und Signalmoleküle zwischen den beiden Partnern ausgetauscht.
Die Arbuskel haben eine relativ kurze Lebensdauer und degenerieren nach sieben
bis neun Tagen. Diese begrenzte Lebensdauer ermöglicht eine konstante
Erneuerung und Wiederbesiedlung der Hyphen und der Pflanzenzelle (Parniske
2008; Smith u. Read 2008).
Die Beobachtungen des Botanikers Ernest-Isidore Gallaud in seinem Buch Études
sur les mycorhizes endotrophes (1905) sind heute noch von aktueller Bedeutung.
Seine Forschungen an den Pflanzen Arum maculatum (Gefleckter Aronstab) und
Paris quadrifolia (Vierblättrige Einbeere) sind weiterhin Namensträger der beiden
AM-Formen. Er war es, der den Begriff Arbuskel einführte und durch seine sorgfältige
Arbeit weitere Unklarheiten, auch in Bezug auf die Bildung der Vesikel, aufhellte.
Letztendlich unterschied Gallaud zwischen vier morphologisch verschiedenen
Kolonisierungsformen der arbuskulären Mykorrhizza: die Arum-Serie, die Paris-
Serie, eine Hepatique-Serie und eine Orchideen-Serie. Die letzteren beiden
haben sich nicht durchgesetzt oder sind zu einer eigenen Mykorrhizaform geworden
(Smith u. Smith 1997; Dickson et al. 2007).
Der Arum-Typ zeichnet sich vor allem durch lange ausgedehnte interzelluläre
Hyphen im Cortex der Wurzel aus. Nach dem Eindringen der Hyphenverzweigungen
in die kortikalen Zellen werden terminale Arbuskel als Endstrukturen der
Stammhyphen gebildet. Vesikel können inter- oder intrazellulär entstehen und
Einleitung
12
werden, wie oben schon beschrieben, nicht von allen VA-Pilzen gebildet (Abb. 1-1 a,
b).
Beim Paris-Typ ist der Pilz vollkommen intrazellulär mit unregelmäßig gewundenen
Hyphen (coils), aus denen auch laterale Arbuskel hervorgehen können, die dann
aber meist kleiner als beim Arum-Typ sind. Die Vesikel bilden sich ebenfalls
intrazellulär (Gallaud 1905; Smith u. Smith 1997; Dickson et al. 2007) (Abb. 1-1 h).
Abb. 1-1: Die AM-Besiedlungsmuster nach Dickson (2004):
(a) Arum (A): IH und A; (b) Arum 1 (A1): IH und AA ; (c) Intermediär 1 (I1): IH, A und PH; (d)
Intermediär 2 (I2): PH-A; (e) Intermediär 3 (I3): PH-A und IH; (f) Intermediär 4 (I4): HC, AC
und IH; (g) Arum & Paris (A & P): HC, AC und IH-A; (h) Paris (P): HC und AC
(A = Arbuskel; AA = gepaarte Hyphen in benachbarten Zellen; AC = intrazelluläre
arbuskuläre Coils; HC = intrazelluläre Hyphencoils; IH = interzelluläre Hyphen; IH-A =
interzelluläre Hyphen mit Arbuskeln; PH = intrazelluläre Hyphen; PH-A = intrazelluläre
Hyphen mit Arbuskeln)
Laut Dickson (2004) gibt es zwischen beiden Typen ein breites Kontinuum von AM-
Strukturen, welches von Wirtspflanzen und Pilzen abhängig ist. Diese
Übergangsformen werden in einigen Berichten auch als Intermediär-Typ bezeichnet
Einleitung
13
(Abb. 1-1 c-g). Darüber hinaus stellen Boden- und Umwelteigenschaften weitere
Einflussfaktoren. Eine andere Ursache für die Bildung eines bestimmten
Morphotypen könnte die Größe und Menge an Interzellularen sein, die das
interzelluläre Hyphenwachstum des Arum-Typs entweder begünstigen oder hemmen
(Brundrett u. Kendrick 1988). Jedoch entwickelt sich der Paris-Typ ebenfalls in
Wurzelsystemen mit ausgedehnten interzellulären Räumen und es besteht keine
Korrelation (Imhof u. Weber 1997; Imhof u. Weber 2000). Nach Smith und Smith
(1997) bestimmt das Pflanzengenom die Struktur der AM und nicht das pilzliche
Genom.
1.3 Systematik der untersuchten Art Pteridium aquilinum
Die systematische Stellung von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn wurde in den letzten
Dekaden oft unterschiedlich interpretiert und ist auch heute noch nicht eindeutig
geklärt. Die folgende Taxonomie basiert auf der Pteridophyte Phylogeny Group (PPG
1 2016), welche Monophylie als Hauptkriterium nutzt (s. Abb. 2-2).
Die Pteridophyta teilen sich in zwei Klassen auf: die Lycopodiopsida
(Bärlapppflanzen) mit ca. 1.290 Arten und die Polypodiopsida (Farne und
Schachtelhalme) mit ca. 10.500 Arten (Smith et al. 2006; Christenhusz u. Byng
2016). Pflanzen der beiden Klassen sind alle, im Gegensatz zu den Spermatophyten
(Samenpflanzen), sporentragend, also samenfrei'. Innerhalb der Polypodiopsida
existieren vier Unterklassen mit 11 Ordnungen.
Die Gattung Pteridium aus der Familie der Dennstaedtiaceae gehört zur Ordnung der
Polypodiales innerhalb der Klasse der Polypodiopsida.
1.3.1 Die Ordnung Polypodiales (Tüpfelfarnartige)
Die monophyletischen Polypodiales umfassen sechs Unterordnungen, 26 Familien,
253 Gattungen mit 8714 Arten und ist damit die größte Ordnung der Pteridophyten
(PPG 1 2016) (s. Abb. 2-2).
Die Hauptphase ihrer Differenzierung erfolgte in der späten Kreide und ist somit noch
relativ jungen Ursprungs, verglichen mit den ältesten Fossilien der Farne, welche aus
dem Karbon stammen. Vertreter der Polypodiales sind weltweit in den gemäßigten
Regionen, meistens aber in den subtropischen und tropischen Zonen, seltener in
Einleitung
14
Einleitung
15
Abb. 2-2: Übersicht der PPG I-Systematik der Tracheophyta. Gepunktete Linien weisen
auf eine gewisse Unsicherheit hin. Für jede Familie steht die Gesamtzahl der Gattungen
sowie der Arten, die in der PPG I anerkannt sind, in Klammern. Die terminalen Klammern vor
den Familien lassen auf die Diversität der Familie schließen. (PPG I 2016)
arktischen Gebieten zu finden (Bell u. Hemsley 2000; Bresinsky 2008).
Pflanzen der Polypodiales gehören zu den leptosporangiaten Farnen, die, im
Gegensatz zu den eusporangiaten Farnen eine durchweg einschichtige
Sporangienwand besitzen und sich das Sporangium nur aus einer einzelnen
Epidermiszelle (Initiale) entwickelt. Weiterhin unterscheiden sie sich von den anderen
Ordnungen durch ihren typisch herzförmigen Gametophyten, mit sehr kleinen
unauffälligen Prothallien. Morphologisch fallen die Polypodiales durch ihre großen, oft
geteilten Wedel (Megaphylle) auf, die in der Jugend an der Spitze eingerollt sind
(Probst 1986; Bell u. Hemsley 2000; Friedl et al. 2006; Bresinsky 2008).
1.3.2 Die Familie Dennstaedtiaceae (Adlerfarngewächse)
Zehn Gattungen und ca. 265 Arten gehören zu der Familie der Dennstaedtiaceae
(PPG 1 2016). Sie sind meistens in tropischen und subtropischen Gebieten zu
finden, aber durch die Gattung Pteridium auch weltweit verbreitet. Sie wachsen
terrestrisch an feuchten Stellen entlang von Bächen oder an Orten, an denen sich
das Blätterdach der Bäume geöffnet hat, wie etwa Lichtungen, Straßen- und
Waldrändern (Burrows u. Burrows 1990; Kramer 1990; Smith et al. 2006).
Zu den morphologischen Eigenschaften der Dennstaedtiaceae gehört ein langes
unterirdisches Rhizom mit einer siphono- oder polystelischen Anatomie. Die Wedel
sind meistens groß, 2-4fach gefiedert mit langen kahlen oder leicht behaarten Petioli.
Die Sori sitzen marginal oder submarginal unter den Fiedern mit einem glatten oder
schalenförmigen Indusium. Die Sporen sind vierflächig oder nierenförmig, trilet
(dreiarmige Keimspalte) oder monolet (entspricht monosulcat bei Pollen der
Samenpflanzen) (Cremers 1991; Smith et al. 2006).
1.3.3 Die Gattung Pteridium
Pteridium ist eine komplexe Gattung, die eine unbestimmte Anzahl von Arten,
Unterarten und Varietäten umfasst. Die PPG 1 (2016) geht von ca. 20 Morphotypen
Einleitung
16
aus, jedoch weisen molekulare Daten auf wesentlich weniger Arten hin. Laut der
Website theplantlist.org (aufgerufen am 28.08.18) existieren derzeit elf Arten mit zwei
Unterarten und vier Varietäten.
Zur Beschreibung der Gattung Pteridium wird in der Literatur in den meisten Fällen
direkt auf die Art Pteridium aquilinum (L.) Kuhn verwiesen. Auch in dieser Arbeit wird
die Gattung im Zusammenhang mit der Art im nächsten Kapitel beschrieben (s.
1.3.4).
1.3.4 Pteridium aquilinum (L.) Kuhn
Erstmalig wurde die Art vom schwedischen Naturforscher Carl von Linné
beschrieben. Dieser gab ihr den Namen Pteris aquilina und ordnete sie in die Klasse
der Filices innerhalb der Cryptogamia mit folgenden Worten ein (teilübersetzt): []
: Blätter gefiedert : Fiedern lanzenförmig : []. Farn sehr astreich, Fiedern sind
stumpf nicht eckig. [] Kommt in Europa vor. (Linné 1753).
Da er keine morphologischen und anatomischen Übereinstimmungen hinsichtlich des
Rhizoms fand, grenzte Friedrich Adalbert Maximilian Kuhn 1879 die Art von den
übrigen Pteris-Arten ab und nannte sie schließlich Pteridium aquilinum (Decken et al.
1879).
Der anfängliche Gattungsname Pteris leitet sich von dem griechischen Wort ptéron
für Feder oder Flügel ab und bezieht sich auf die ausladende Spreite der
Farnwedel. Pteridium stammt ebenfalls aus dem griechischen (pterídios) und steht
für gefiedert. Das Artepitheton aquilinum entstammt dem lateinischen Wort aquila
für Adler und ist mit dem typischen Muster eines quer geschnittenen Wedelstiels
verknüpft. Die bestimmte Anordnung der Leitbündel lässt auf einen Doppelkopf-Adler
schließen, der sich häufig in Wappen wiederspiegelt. Diese Assoziation und die
schwingenartige Stellung der Fiedern sind ebenfalls Grund für den deutschen Namen
Adlerfarn (Sauerhoff 2000; Düll u. Kutzelnigg 2016).
Zu den morphologischen Eigenschaften des Adlerfarns zählen die hellgrünen,
auffallend 2-4fach gefiederten Wedel, die mit einer Größe von 30-180 (440) cm sehr
hoch werden können. Die großen Fiedern haben eine bogenförmige Struktur mit
eingerolltem Blattrand. Die Sori befinden sich auf der Blattfiederunterseite und sind
durch ein Indusium sowie den modifizierten Blatträndern geschützt. Die Sporen sind
Einleitung
17
braun, sehr fein, tetraedrisch-kugelig und werden zwischen Juli und August in der
gemäßigten Zone gebildet. Unterirdisch besitzt der Farn ein ausgedehntes, mehrfach
verzweigtes Rhizomsystem (Tryon, JR. 1941; Marrs u. Watt 2006).
Der mehrjährige, sommergrüne Adlerfarn ist der am weitesten verbreitete
Pteridophyt. Er gilt als Waldgattung, kann aber auch auf offenen Flächen wie
Lichtungen und Wegrändern wachsen. Seine Verbreitung ist kosmopolitisch, fehlt
jedoch in polaren und extrem trockenen Gebieten. Bevorzugte Standorte sind
nährstoffarme, saure Böden mit einer erhöhten Feuchtigkeit, auf denen er in großen,
flächendeckenden Herden auftreten kann (Marrs u. Watt 2006).
Trotz der Toxizität in allen Teilen von Pteridium diente das Rhizom als stärkereiche
Speise, besonders in Hungernöten. Die Wedel wurden als Silage für Nutzvieh oder
zur Verpackung von Früchten genutzt. Weitere Verwendungsmöglichkeiten sind
Dachabdeckungen, Bierbrauen, Glasherstellung und Viehfutter (Tryon, JR. 1941). In
einigen Ländern wird der Adlerfarn als Plage oder Unkraut angesehen, da er Felder
und Weideflächen befällt und durch sein teilweise tief liegendes Rhizom sehr
widerstandsfähig gegen Abbrennen und Pflügen ist (Tryon, JR. 1941; Whitehead u.
Digby 1997).
1.4 Wurzeln und Rhizome bei Farnen
Die sporophytische Generation der Farne zählt zu den Kormophyten, da ihr Körper in
Sprossachse, Blatt und Wurzel (Kormus) gegliedert ist. Dabei wird die Sprossachse
als Rhizom bezeichnet und weist, trotz unterirdischer Lage, keine Wurzelmerkmale
auf. Das Leitbündelmuster des Rhizoms ist von großer taxonomischer Bedeutung
und wird durch die unterschiedliche Anordnung der Stelen charakterisiert. Die
Farnwedel werden auf der Dorsalseite in unterschiedlicher Formation gebildet, sind
manchmal aber auch in Längsreihen angeordnet. Neben der Funktion als
Sprossachse dient das Rhizom auch der vegetativen Vermehrung. Die Wurzeln
entstehen überwiegend an der Ventralseite und sind stets monopodial verzweigt. Da
sie sich aus den Endodermiszellen des Sprosses entwickeln sind sie endogenen
Ursprungs und können als Adventivwurzeln bezeichnet werden. Durch das fehlende
sekundäre Dickenwachstum besitzen fast alle Farne ein gut entwickeltes,
sklerenchymatisches Gewebe, welches die Stützfunktion übernimmt (Kramer et al.
1995).
Einleitung
18
1.4.1 Das Rhizom von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn
Das Rhizom des Adlerfarns lässt sich als wandernder Geophyt bezeichnen, da es
sich vorne horizontal durch den Boden schiebt und hinten wieder abstirbt. Dabei
erreicht es Längen von 27 m und mehr. Die vertikale Ausbreitung wird durch
physiologische, anstatt physikalischen Faktoren begrenzt und variiert zwischen 5 und
97 cm Bodentiefe (Watt 1940).
Das Rhizom besteht aus einer schwarzbraunen Epidermis, mit einer darunter
liegenden sklerenchymatischen Schicht. Innerhalb des Parenchyms befinden sich die
äußeren und inneren Leitbündel, welche durch zwei Sklerenchymplatten voneinander
getrennt werden (Webster u. Steeves 1958; Esser 1992).
Innerhalb eines Rhizomsystems wird zwischen 2 Hauptkategorien der
Rhizomsprosse unterscheiden: lange Sprosse (long shoots) und kurze Sprosse
(short shoots). Die Übergangsphase zwischen den beiden Typen wird als
intermediärer Spross bezeichnet. Sie unterscheiden sich in der Länge ihrer
Internodien und können ihre Form je nach Bodenbedingungen ändern (O'Brien
1963). Long shoots wachsen schneller und sind für die horizontale Ausbreitung
zuständig. Short shoots sind meistens Wedel tragend und wachsen schräg aufwärts.
Beide Typen wachsen in einem zick-zack-Kurs und bilden ein sympodiales System,
alternierend rechts und links (Watt 1940). An den endenden Sprossarmen sowie an
den Blattprimordien entstehen Knospen, die zunächst inaktiv sind und nur im Falle
einer Störung (z.B. Rodung der Wedel) austreiben. Im Schnitt wird ein Wedel pro
Jahr gebildet, manchmal aber auch zwei (Dasanayake 1960).
1.4.2 Die Wurzeln der Farne
Die Farnwurzeln entwickeln sich an der Sprossachse des unipolar gebauten
Embryos und bilden ein einheitliches und morphologisch gleichwertiges
Sprosswurzelsystem (primäre Homorhizie). Sie sind in der Regel nur wenig verzweigt
und können bis zu 3 mm stark werden. Manche Farnarten entwickeln
Blattstielwurzeln, die auch bei leichten sommerlichen Regenfällen Wasser
aufnehmen können (O'Brien 1963; Polomski u. Kuhn 1998; Smith et al. 2006).
Bei leptosporangiaten Farnen entwickelt sich die Wurzelhaube aus einer 3-seitigen
pyramidalen Scheitelzelle durch tangentiale Teilung. Die Wände der Rhizodermis
sind nicht oder nur schwach verdickt, mit einem schwarzen Farbstoff durchsetzt, und
Einleitung
19
sind in der Lage Wurzelhaare zu bilden. Eine Exodermis ist nicht vorhanden. Bei
dickeren Wurzeln kann das Parenchym aus bis zu 15 Zelllagen bestehen, wobei eine
starke Verdickung der Zellwände von außen in Richtung des Zentralzylinders zu
beobachten ist. Die Zellen der Endodermis sind unverdickt mit einem sehr breiten
Caspary-Streifen und teilweise allseitig suberinisiert. Der Zentralzylinder ist diarch mit
mehreren weitlumigen Leitelementen (Kutschera u. Lichtenegger 1992).
1.5 Zielsetzung
Da über die Anatomie der Wurzeln, des Rhizoms und insbesondere über die Struktur
der Mykorrhiza von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn nur wenige zeitgenössische Daten
existieren, möchte diese Arbeit diese Lücke mit moderner Mikroskopietechnik
schließen.
Dazu sind Wurzel- und Rhizomproben von verschiedenen Standorten gesammelt
und mit unterschiedlichen Verfahren auf morphologische und anatomische Merkmale
sowie das Ausbreitungsmuster der Mykorrhiza untersucht worden. Für die bessere
Visualisierung der Pilzstrukturen innerhalb der Wurzel wird die konfokale Laserscan-
Mikroskopie (KLSM) genutzt.
Material und Methoden
20
2. Material und Methoden
2.1 Fundorte
Pteridium aquilinum (L.) Kuhn
Proben dieser Pflanzenart wurde an zwei verschiedenen Standorten auf den
westlichen Lahnbergen in Marburg gesammelt. Der erste Standort liegt östlich des
Fachbereiches Biologie an einem Waldweg (50°4832.3N; 8°4800.5O). Die kleine
Lichtung (vermutlich durch Windwurf verursacht) hatte eine Fläche von ca. 400 m
2
,
auf der die Art in Herden auftrat. Der Boden war leicht abschüssig und mit den
braunen Wedeln vom Vorjahr bedeckt. Das Substrat war humos und etwas
tieferliegend von lehmiger Konsistenz. Hier wurde das Pflanzenmaterial am
23.04.2018 und 09.05.2018 entnommen.
Der zweite Standort liegt nordwestlich des Fachbereiches Biologie ebenfalls an
einem Waldweg (50°4845.3N; 8°4852.6O). Auf einer großen offenen Fläche, bei
der schon die Wiederaufforstung begonnen hatte, standen die Farnherden parallel in
unmittelbarer Nähe des Waldweges auf einer Länge von ca. 60 m. Hinter den
Farnansammlungen, etwas abschüssiger, verlief ein kleiner Bach. Das Substrat war
teilweise humos und sehr steinig. Pflanzenmaterial wurde am 03.05.2018,
14.05.2018, 04.07.2018 und 31.07.2018 gesammelt.
Abb. 2-1: Adlerfarn und Habitat. (a) junger Farnwedel, 1. Standort. (b) Farnherde an
Standort 2, Marburg 2018 (eigene Aufnahmen)
Material und Methoden
21
2.2 Materialbeschaffung, Selektion und Fixierung
Vor Beginn der Entnahme wurde eine Stelle gesucht, an der möglichst viele
Farnwedel dicht aneinander standen. Diese wurde dann mit einem Spaten vorsichtig
umstochen, um darauf den fußballgroßen Erdballen, mit dem darin enthaltenden
Rhizom, aus der Erde zu hebeln. Andere Pflanzenarten auf der Oberseite sowie
grobe Steine und Erdstücke wurden noch vor Ort entfernt. Für den besseren
Transport wurden auch die Farnwedel kurz über der Ballenoberfläche abgeschnitten.
Anschließend wurden die Ballen mit einer Handbrause und Leitungswasser
gesäubert, um Wurzeln und Rhizom von der restlichen Erde zu trennen. Damit die
Wurzeln nicht austrocknen, wurden sie für die weitere Arbeit in eine Plastikwanne mit
Leitungswasser überführt.
Das Rhizom wurde in ca. 5 cm lange Stücke geschnitten. Dickere Wurzeln (ca. 2 mm
stark) wurden mit einer Präparierschere vom Rhizom abgeschnitten. Für die feineren
Wurzeln wurde eine Stereolupe zu Hilfe genommen.
Für die Fixierung wurden die Rhizomstücke und Wurzeln in Laborflaschen überführt
und mit FPA (Formaldehyd 37%, konz. Propionsäure und Ethanol 50% im Verhältnis
5:5:90) aufgefüllt. Zur dauerhaften Fixierung wurden sie nach zwei Wochen in
70%iges Ethanol überführt.
2.3 Trypanblau-Färbung und Quetschpräparation
Die Trypanblau-Färbung mit anschließender Quetschpräparation, modifiziert nach
Phillips und Hayman (Phillips u. Hayman 1970), dient dem schnellem Nachweis von
pilzlichen Strukturen innerhalb der Wurzel von frischem und fixiertem Material. Die
Ergebnisse geben allerdings nur einen groben Einblick in die Form und Lage der
Pilze.
Für diese Untersuchung wurden frische Wurzeln verwendet, die vorher in drei oder
fünf ca. 1 cm lange Stücke unterteilt und geschnitten wurden. Das erste sowie das
dritte und bei längeren Wurzeln auch das fünfte Stück wurden für die
Quetschpräparation verwendet. Die restlichen Wurzelstücke wurden in FPA überführt
und dienten bei einem Pilzbefall der anderen Stücke als Präparate für weitere
Methoden. Auch ein Teilstück des Rhizoms wurde analysiert. Das Material wurde zur
Mazeration in Eppendorfgefäße mit 10%iger KOH-Lösung (Kaliumhydroxid) überführt
und in einem Wasserbad bei ca. 90°C für 10 min gekocht. Bei späteren Versuchen
Material und Methoden
22
wurde die Zeit auf 45 min erhöht. Danach wurden die Proben mit 5%iger Salzsäure
für 3 min bei Raumtemperatur neutralisiert, um sie danach mit destillierten Wasser
und 3 Tropfen 2%iger Trypanblau-Lösung für 4 min in das 90°C-Wasserbad zu
überführen. Im Anschluss wurde das Material zur Entlüftung kurz mit 96%igem
Ethanol aufgekocht und danach mit Lactolösung (Milchsäure, Glycerin, Aqua dest. Im
Verhältnis 1:2:1) bedeckt.
Für die eigentliche Quetschpräparation wurden die Wurzeln mit ein paar Tropfen
Lactolösung auf einen Objektträger aufgebracht und dann mit einem Deckglas
gequetscht. In manchen Fällen wurde ein zweiter Objektträger auf das Deckglas
gelegt, um dieses vor dem Brechen zu schützen. Nach Betrachtung der Proben
durch das Mikroskop wurden die geeigneten Versuchsstücke zur dauerhaften
Aufbewahrung an den Rändern des Deckglases mit klarem Nagellack versiegelt.
2.4 Histologische Untersuchung
Bei der histologischen Untersuchung nach Gerlach (1984) sollen mit Hilfe von
Paraffin-Schnittpräparaten und anschließender Färbung die Gewebe-, sowie
Zellstrukturen der Wurzel sichtbar gemacht werden.
2.4.1 Paraffineinbettung
Für die Einbettung in Paraffin wurden Wurzelproben dem Alkoholmaterial
entnommen und in Schnappdeckelgläser überführt. Als Vorbereitung für die spätere
Infiltration wurde den Proben in einer siebenstufigen, aufsteigenden Butanolreihe
(10%, 20%, 40%, 50%, 60%, 80%, tert-Butanol für jeweils 60 min) das Wasser
entzogen. Zusätzlich wurden die Proben bei der 50 und 60%igem Stufe in einem
Exsikkator (DURAN®, DWK Life Sciences GmbH, Wertheim/Main, DE) für jeweils 30
min einem Vakuum ausgesetzt. Für die Vorinfiltration wurden die Wurzeln unter
Luftabschlussfür 4 Tage in eine tert-Butanol-Paraffin-Mischung (tert-Butanol und
Paraffin im Verhältnis 1:3) überführt und im Wärmeschrank bei 60°C aufbewahrt. Für
die Hauptinfiltration wurde die Prozedur mit 100%igem Paraffin und offenen
Schnappdeckelgläsern wiederholt, damit das Butanol verdunsten konnte.
Zur Einbettung wurden die Wurzeln auf ca. 1 cm lange Stücke zugeschnitten und in
ein mit Glycerin ausgestrichenes und mit flüssigem Paraffin gefülltes
Material und Methoden
23
Porzellanschälchen gegeben. Während des Erkaltens des Paraffins wurden die
Wurzeln möglichst gerade ausgerichtet und danach zum Aushärten in ein Gefrierfach
gestellt. Im Anschluss wurden die gefrorenen Paraffinblöcke den Schälchen
entnommen und entsprechend der Wurzellage in kleinere Blöcke zerteilt. Diese
wurden dann mit etwas flüssigem Paraffin auf kleine Holzstücke geklebt und zur
Schnittflächenoptimierung trapezförmig angetrimmt.
2.4.2 Herstellung der Dünnschnitte
Die Paraffinblöcke samt Wurzeln wurden, ebenso wie die Mikrotomklingen (R. Jung
AG, Messertyp C), zuvor im Gefrierschrank gekühlt. Geschnitten wurde mit einem
Rotationsmikrotom Leitz 1512 (E. Leitz, Wetzlar, DE). Die 15 µm dicken Schnitte
wurden auf einen Objektträger aufgetragen, der vorher mit Eiweißglycerin
(Hühnereiweiß und Glycerin im Verhältnis 1:2) bestrichen und mit reichlich Aqua
dest. benetzt wurde. Anschließend wurden die Objektträger auf eine 40°C warme
Heizplatte gelegt, damit das Wasser verdunsten und die Schnitte sich strecken
konnten.
Bevor mit der histologischen Färbung begonnen werden konnte, musste das Paraffin
der Dünnschnitte entfernt werden. Dafür wurden die Objektträger 10 min lang in Xylol
getaucht und anschließend über eine absteigende Alkoholreihe (90%, 70%, 50%,
30% für jeweils 5 min) bewässert und in Aqua dest. überführt.
2.4.3 Histologische Färbung
Bei der Färbung wurden vier Färbemittel verwendet: Ölrot (Suberin-, Cutinnachweis),
Lugolsche Lösung (Stärkenachweis), Phloroglucin/HCL (Ligninnachweis) und FCA
(Lignin- und Cutinnachweis).
Bevor mit Ölrot gefärbt werden konnte, wurde eine Stammlösung angesetzt,
bestehend aus 0,5 g Oil Red O (pulverförmig) und 100 ml 2-Propanol, welche dann
nochmals mit Aqua dest. im Verhältnis 3:2 verdünnt wurde. Die Lösung wurde auf die
Dünnschnitte gegeben, mit einem Deckglas abgedeckt und durch das Mikroskop
betrachtet. Lipophile Stoffe (Lipide, Suberin, Cutin) werden durch eine Rotfärbung
nachgewiesen.
Material und Methoden
24
Die Lugolsche Lösung wurde für 3 min auf die Proben gegeben. Anschließend
wurde die Lösung unter einem Deckglas mit Aqua dest. durchgezogen und durch das
Mikroskop betrachtet. Stärkehaltige Gewebe werden durch eine dunkelblaue bis
schwarze Färbung sichtbar.
Bei der Phloroglucin/HCL-Färbung (1 g Phloroglucin mit 20 ml 92%igen Ethanol)
wurde die Lösung für 3 min auf den Proben gelassen und anschließen unter einem
Deckglas mit 30%iger Salzsäure durchgezogen. Lignifizierte Zellwände, sowie der
Casparische Streifen werden rosa bis rot gefärbt.
Das FCA-Gemisch (Fuchsin, Chrysoidin und Astrablau) wurde für 3 min auf die
Dünnschnitte gegeben und danach unter einem Deckglas mit Aqua dest.
durchgezogen. Lignifizierte Zellwände färben sich rot, cutinisierte Zellwände gelb bis
orange, nicht lignifizierte und nicht cutinisierte Zellwände färben sich blau.
2.5 Unicryleinbettung für Semidünnschnitte
Durch die Herstellung von Semidünnschnitten können Aussagen über die
Mykorrhizastrukturen innerhalb einer Wurzel getroffen werden. Dazu sollen die
Proben zunächst in Kunstharz (Unicryl
TM
) eingebettet und anschließend mit einem
Mikrotom geschnitten werden. Die abschließende Toluidinblau-Färbung und
Dauerpräparation gewähren einen guten Einblick in die Pilzmuster.
2.5.1 Einbettung in Kunstharz (UnicrylTM)
Die Proben wurden vorzugsweise aus den Quetschpräparationen ausgewählt, die
eine starke pilzliche Besiedlung aufwiesen. Die Wurzelstücke waren zwischen 0,5
und 2 mm stark und hatten im Schnitt eine Länge von ca. 1 cm. Als Vorbereitung für
die später folgende Infiltration wurden die Probenstücke aus dem Alkoholmaterial
zusammen mit 70%igem Ethanol in Eppendorfgefäße überführt und offen 30 min
lang in einen Exsikkatorgestellt, der durch eine Wasserstrahlpumpe ein Vakuum
erzeugte. Im Anschluss erfolgte eine Entwässerung der Wurzeln durch eine
aufsteigende Ethanolreihe (80%, 90%, 96% für jeweils 90 min). Für die Vorinfiltration
wurden die Proben in eine 1:1 Mischung aus 96%igem Ethanol und Unicryl (British
Biocell International, Cardiff, UK) überführt, nochmals 30 min einem Vakuum
Material und Methoden
25
ausgesetzt und im Anschluss für mindestens 4 Tage in den Kühlschrank bei 6°C
gestellt. Für die Hauptinfiltration wurde das Verfahren, ohne Vakuumstufe, mit
100%igem Unicryl
TM
wiederholt. Die nun vollständig infiltrierten Wurzelstücke wurden
zusammen mit frischem Unicryl
TM
unter einer Stereolupe in Gelatinekapseln
eingebettet und ausgerichtet. Für die Polymerisation wurden die Kapseln
anschließend unter Luftabschluss für 3 Tage bei 60°C in einem Wärmeschrank
aufbewahrt.
2.5.2 Herstellung der Semidünnschnitte
Die Kapseln wurden mit einer Rasierklinge von ihrer Gelatinehülle befreit und mittels
eines Rotationsmikrotoms Leica 2065 Supercut (Leica Instruments, Nussloch, DE) in
4 µm dicke Semidünnschnitte geschnitten. Zuvor musste eine Mikrotomklinge aus
einem Glasrohling (Ultramicrotome Glass, 406x25, 4x60 mm) mit Hilfe des LKB
Bromma 2078 Histo-Knifemaker (LKB-Produkter AB, Bromma, S) gebrochen werden.
Die fertigen Schnitte wurden einzeln mit einer Pinzette aufgesammelt und zusammen
mit einigen Tropfen abgekochtem Aqua bidest. auf einen zur besseren Haftung mit
Chrom-Alaun (6 g Gelatine und 0,6 g Kaliumchrom (III)-sulfat auf 1500 ml Aqua
bidest. aufgefüllt) beschichteten Objektträger gebracht. Die Objektträger mit je 16
Dünnschnitten wurden auf einer Heizplatte bei ca. 75°C zum Trocknen ausgelegt.
2.5.3 Färbung mit Toluidinblau und Dauerpräparation
Durch das Färben der Semidünnschnitte mit Toluidinblau werden Zellwände von
Pflanzen und Pilzen sichtbar und erscheinen blau bis lila.
Dazu wurden die auf ca. 80°C vorgeheizten Objektträger mit den Dünnschnitten für
wenige Sekunden in eine 1%ige Toluidinblau-Lösung (1 g Toluidin und 1 g
Natriumborat auf 100 ml Aqua dest.) getaucht, mit fließendem Wasser abgespült und
zum Trocknen wieder auf die Heizplatte gelegt. Nach der Betrachtung durch das
Lichtmikroskop wurde der Vorgang erforderlichenfalls wiederholt, bis der gewünschte
Kontrast erreicht war.
Für die dauerhafte Fixierung und zur Ausbesserung der eventuell durch das
Schneiden entstandenen Schrammen auf den Dünnschnitten wurden die
Objektträger in Xylol getaucht und anschließend mit einem Deckglas und 3 Tropfen
Material und Methoden
26
Corbit-Balsma (I. Hecht, Kiel) versiegelt. Bevor die eingedeckelten Objektträger zum
Aushärten für 4 Tage bei 40°C in den Wärmeschrank kamen, wurden entstandene
Luftblasen unter dem Deckglas herausgedrückt.
2.6 Fotografische Dokumentation
Fotografien der Pflanzen an ihrem Standort, sowie Übersichtsaufnahmen des
Rhizoms und der Wurzeln wurden mit einer Sony Cyber-shot DSC-W50
Digitalkamera (Sony Corporation, Tokio, JP) gefertigt.
Die makroskopischen Aufnahmen wurden mit einem Leica S6D-Stereomikroskop
(Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, DE) und einer Moticam 2300 (Motic
Deutschland GmbH, Wetzlar, DE) erstellt.
Die mikroskopischen Aufnahmen wurden mit einem Leitz DMRB Mikroskop (Leica
Microsystems GmbH, Wetzlar, DE) und einer Moticam 2300 gemacht.
Bei sehr kontrastreichen Präparaten der Makro- und Mikroskopie wurden die
Aufnahmen mit einer Xiaomi Redmi Note 4 Handykamera (Xiaomi Tech, Peking, CH)
ohne Aufsatz gemacht.
Die Bildbearbeitung und das Erstellen der Bildtafeln wurde mit GIMP 2.8.16 (The
GIMP Team) vorgenommen. Die aufgenommenen Stapelbilder wurden mit
Photoshop CS6 (Adobe Systems, San José, USA) zusammengefügt und bearbeitet.
2.7 Konfokale Lascerscanmikroskopie (KLSM)
Die KLSM ist eine wichtige Methode bei der Erforschung mutualistischer und
parasitärer Pflanzen-Pilz-Interaktionen. Sie ermöglicht eine Dokumentation der tiefer
gelegenen Schichten des Materials (z-Ebene). Durch fluoreszierende Farbstoffe wird
eine räumliche Auflösung der empfindlichen Pilzstrukturen innerhalb der Wurzel
visualisierbar. Im Gegensatz zu Semidünnschnitten können die Ergebnisse bei dieser
Methode in einer 3d-Struktur ausgegeben werden (Rath et al. 2014).
Die vorgefärbten Präparate werden mit einem starken Laser mit definierter
Wellenlänge angeregt, damit die Farbstoffe fluoreszieren. Dabei wird der Fokus
schichtweise durch das Objekt bewegt und das erzeugte Emissionslicht mit einem
Detektor aufgenommen. Die einzelnen Schichten werden dann an einem Computer
Material und Methoden
27
zu einem räumlichen Bild zusammengefasst.
Die folgende Methode wurde nach dem Schema von Rath et al. (2014) durchgeführt.
2.7.1 Vorbereitung und spezifische Färbung
Bei der Untersuchung wurde mit zwei Färbemitteln gearbeitet (2 Kanäle), damit
Pilzstrukturen lokalisiert werden können und ihre räumliche Anordnung innerhalb der
Wurzelzellen sichtbar wird.
Calcofluor White M2R (Sigma-Aldrich, Seelze, Deutschland) bindet an das
Pflanzengewebe und verstärkt dessen Autofluoreszenz (Pflanzenkanal). WGA
(wheat germ agglutinin) in Verbindung mit Alexa Fluor® 633 (Invitrogen, Life
Technologies, Carlsbad, USA) ist ein Färbemittel, welches sich spezifisch an die
Pilzhyphen setzt (Pilzkanal).
Die Proben der KLSM-Untersuchung wurden dem Alkoholmaterial entnommen und
lagen in 70%igem Ethanol vor. Zur besseren Aufnahme der Färbemittel und um eine
möglichst große Oberfläche des zu untersuchenden Bereiches zu generieren,
wurden die ca. 1 cm langen Wurzelstücke an der Längsachse mittig mit einer
Rasierklinge geteilt.
Damit der Farbstoff das Innere der Proben erreicht, ist eine leichte Mazeration des
Gewebes notwendig. Dazu wurden die Wurzeln in Eppendorfgefäße überführt und
zusammen mit einer 10%igen KOH-Lösung für 3 min bei ca. 90°C im Wasserbad
gekocht. Die KOH-Lösung wurde gründlich entfernt und die Proben wurden
anschließend zur Neutralisierung zweimal je 10 min mit PBS (phosphate buffered
saline, pH 7,4) gewaschen.
Bei der ersten Färbung wurde das lichtempfindliche WGA mit Alexa Fluor® 633
verwendet. Dazu wurden die Proben in eine Farbstammlösung (995 µl PBS und 5 µl
WGA) überführt und unverschlossen, aber lichtgeschützt für 15 min in einem
Exsikkator einem Vakuum ausgesetzt. Im Anschluss wurden sie mit Aluminiumfolie
bedeckt und verschlossen für 24 Std. auf einen Kreis-Schüttler gestellt.
Im nächsten Schritt wurden die Proben erneut mit PBS zweimal 30 min auf einem
Kreis-Schüttler gewaschen. Im Anschluss wurde der Waschpuffer durch eine
0,5%ige Glutaraldehydlösung (980 µl PBS und 20 µl 25%ige Glutaraldehydlösung)
ersetzt und die Proben weitere 30 min auf den Kreis-Schüttler gestellt, um danach
Material und Methoden
28
das Verfahren mit einer 5 mMol-Tris-Pufferlösung (950 µl PBS und 50 µl Tris, pH 8,0)
zu wiederholen. Die zweite Färbung erfolgte mit einer Calcofluor-PBS-Mischung (995
µl PBS und 5 µl Calcofuor White M2R), welche dann ebenfalls 24 Std. auf einem
Kreis-Schüttler auf die Proben einwirkte.
Zur Entwässerung folgte eine aufsteigende Ethanolreihe (30%, 40%, 50%, 60%,
70%, 80%, 90%, 96% für jeweils 60 min) und im Anschluss eine Vor- sowie
Hauptinfiltration in Unicryl
TM
mit anschließender Einbettung in Gelatinekapseln (s.
2.5.1). Die polymerisierten Kapseln wurden von ihrer Gelatinehülle befreit und mit
Hilfe eines Mikrotoms (Leica 2065 Supercut) angeschnitten, damit eine glatte
Betrachtungsfläche entsteht und die Distanz zwischen Probe und Fläche möglichst
gering ist.
2.7.2 Aufnahme mit dem KLSM
Die KLSM wurde mit einem Leica TCS SP5 (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar,
DE) durchgeführt. Die Kapsel wurde aufrecht, mit der angeschnittenen Seite nach
oben, mit etwas Knete auf einem Objektträger platziert. Dabei wurde auf eine
parallele Ausrichtung der Schnittfläche zur Objektivlinse geachtet. Für die
Mikroskopie wurde ein Tropfen Immersionsölauf die Schnittfläche gegeben.
Calcofluor White M2R wurde mit einem 405 nm UV-Laser angeregt und dessen
Fluoreszenz zwischen 415 nm und 600 nm detektiert (Pflanzenkanal). Ein 633 nm
HeNe-Laser wurde verwendet, um Alexa Fluor® 633 anzuregen und dessen
Fluoreszenz zwischen 640 nm und 780 nm zu detektieren (Pilzkanal). Beide Kanäle
wurden mit einer Auflösung von 1024 mal 1024 Pixel gescannt. Die Schrittgröße in z-
Richtung variierte je nach Probe zwischen 0,17 µm und 2 µm.Die erstellten Bildstapel
wurden mit der Software AMIRA
TM
(Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA) und der
Leica Confocal Software (LCS, Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, DE) visualisiert
und bearbeitet. Für die bessere Differenzierung der Gewebe wurden beiden Kanälen
unterschiedliche Falschfarben zugewiesen.
Ergebnisse
29
3. Ergebnisse
3.1 Morphologie der Rhizome und Wurzeln
Abb. 3-1: Morphologie des Rhizoms von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. (a) Horizontales
Rhizomstück mit Adventivwurzeln. Entwickelnder Farnwedel aus jetziger Vegetationsperiode
(links), abgestorbener Petiolus vom Vorjahr (rechts), Maßstab = 5 cm. (b) Sympodial
verzweigter Kurzspross mit alternierenden subterminalen Seitenachsen, Maßstab = 2 cm. (c)
Rhizomabschnitt mit 3 Generation der Farnwedel. Vorjahr (links), dieses Jahr (mittig),
entwickelnde Knospe für nächstes Jahr (rechts), Maßstab = 5 cm. (d) Einzelne
Blattstielwurzel an der Basis eines Petiolus aus der diesjährigen Vegetationsperiode,
Maßstab = 2 cm.
Das Rhizom von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn bildet ein stark verzweigtes
unterirdisches Netzwerk von unterschiedlicher Länge und Struktur. Im Schnitt beträgt
der Durchmesser des Rhizoms ca. 1 cm. Lange Sprossabschnitte verlaufen
Ergebnisse
30
unverzweigt durch den Boden, besitzen eine glatte Oberfläche und nur wenige
Wurzeln. Rhizomabschnitte der mittleren Länge (Abb. 3-1 a) haben eine knorrigere
Struktur, sind auf der Dorsalseite Blattwedel tragend (Abb. 3-1 c) und meist dichotom
verzweigt, wobei sich in manchen Fällen an der Spitze des einen Rhizomschenkels
ein Wedel bildet. Die Internodienlänge variiert zwischen 5 und 25 cm. Wurzeln
werden verstärkt in der Nähe der Blattprimordien gebildet. Kurze Rhizomabschnitte
(Abb. 3-1 c) sind nicht länger als 7 cm und bilden ebenfalls Wedel aus, allerdings
weniger oft als an den mittleren Rhizomabschnitten. Sie besitzen keine einheitliche
Hauptachse und verzweigen sich alternierend rechts und links in sympodialer Weise.
Die Kurzsprosse wachsen schräg nach oben und ihre Internodienlänge variiert
zwischen 0,5 und 2 cm.
Das gesamte Rhizom ist dunkelbraun bis schwarz, plastisch biegsam und wächst in
5 bis 25 cm Bodentiefe. An der Basis der Blattstiele (Petiolus) bildeten sich in einigen
Fällen eine Knospe (Abb. 3-2 a).
Abb. 3-2: Morphologie der Knospen und Wurzen von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. (a)
Dormante Blattknospe (Pfeil) an der Basis eines Petiolus aus der aktuellen
Vegetationsperiode, Maßstab = 2cm. (b) Feine Wurzelhaare an lateraler Wurzel der 2.
Ordnung, Maßstab = 1 mm. (c) Teilwurzelsystem mit Wurzelabzweigungen der 2. Ordnung
und Wurzelhaaren (weiß), Maßstab = 5 mm. (d) Wurzelspitze an Wurzel 2. Ordnung,
Maßstab = 2 mm.
Ergebnisse
31
Das Wurzelsystem von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn bildet ein einheitliches
homorhizes Geflecht. Die Wurzeln sind dunkelbraun bis schwarz, reich verzweigt und
entstehen überwiegend an der ventralen Hälfte des Rhizoms. Dickere kurze Wurzeln
haben einen Durchmesser von bis zu 1,5 mm, sind nicht verzweigt und entstehen
direkt am Rhizom. Feinere Wurzeln haben einen Durchmesser von ca. 0,6 mm, sind
bis zur 3. Ordnung verzweigt und können bis zu 30 cm lang werden können. Wurzeln
der 2. und 3. Ordnung sind meist etwas heller (Abb.3-2 c), relativ kurz und besitzen
weiß-gelbliche, fast durchsichtige Wurzelspitzen (Abb. 3-2 d). Jüngere Wurzeln sind
meistens von feinen langen Wurzelhaaren umgeben (Abb.3-2 b), deren Anzahl mit
zunehmendem Alter und Dicke der Wurzel abnimmt (Abb3-2 c). An einigen Petioli
entstehen lange dünne Blattstielwurzeln (Abb. 3-1 d).
3.2 Anatomie der Wurzeln und Rhizome
Abb. 3-3: Rhizom- und Blattstielquerschnitt von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. (a)
Querschnitt eines Rhizoms, ungefärbt. E = Epidermis; Sk = sklerenchymatische Schicht; P =
Parenchym; äL = äußerer Leitbündelring; SkP = Sklrenchymplatten des Zentralzylinders; iL =
innerer Leitbündelring, Maßstab = 3mm. (b) Schräger Querschnitt eines Petiolus knapp
unterhalb der Erde, ungefärbt. Benennungsgrund für den wissenschaftlich-botanischen und
den deutschen botanischen Artnamen ist die besondere Anordnung der Gefäßbündel:
Wappen-Doppeladler ohne Krallen. Alternativ um 180° gedreht: kopfloser Adler mit Krallen,
Maßstab = 3 mm.
Das Rhizom von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn wird von einer äußeren
dunkelbraunen bis schwarzen Schicht, die Epidermis, umhüllt. Darunter befindet sich
eine etwas dickere sklerenchymatische Schicht. Den größten Volumenanteil des
Rhizoms macht das parenchymatische Grundgewebe aus. Innerhalb des
Parenchyms liegen ein äußerer und ein innerer Leitbündelring. Diese Ringe werden
durch zwei dunkle Sklerenchymplatten voneinander getrennt. Die Gesamtheit des
Ergebnisse
32
Leitgewebes ist polystelisch angeordnet. Der äußere Leitbündelring ähnelt einer
Dictyostele mit mehreren einzelnen konzentrischen Leitbündeln. Der innere
Leitbündelring besteht aus zwei in das Markparenchym eingebetteten Leitbündeln
(Abb. 3-3 a).
Abb. 3-4: Wurzelquerschnitt von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn, Paraffindünnschnitt (15 µm),
ungefärbt. Unspezifische Einteilung der Wurzelschichten. Rh = Rhizodermis; äC = äußerer
Cortex; iC = innerer Cortex; Zentralzylinder mit Leitgefäßen (mittig), Maßstab = 100 µm.
Durch die histologischen Untersuchungen lässt sich die Wurzel von Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn in vier unspezifische Schichten gliedern: Rhizodermis, äußerer
sowie innerer Cortex und Zentralzylinder (Abb. 3-4).
Die Rhizodermis einer ausdifferenzierten Wurzel besteht aus einer einzelllagigen
Schicht. Die Rhizodermiszellen sind an den nach Außen gewandten Seiten dunkel
gefärbt. Die Ölrotfärbung zeigt keine suberin- oder cutinhaltige Einlagerungen
innerhalb der Zellwände. Desweiteren fehlt eine Exodermis (Abb.3-4; 3-5 a). Das
äußere Cortexparenchym erstreckt sich über 2-5 Zelllagen und besteht aus
dünnwandigen parenchymatischen Zellen (Abb. 3-4; 3-5 c). Der innere Cortex ist bei
Ergebnisse
33
jungen feineren Wurzeln 1-2, bei älteren dickeren Wurzeln 4-5 Zelllagen stark (Abb.
3-8 a; 3-5 a, c). Dieses Gewebe besteht aus Zellen, welche eine deutliche
Zellwandverdickung durch Sekundärwandauflagerungen aufweisen und ein hierdurch
stark verkleinertes Lumen besitzen. Dabei handelt es sich um ein typisches
Sklerenchym. Die Ölrotfärbung zeigt eine schwache Reaktion an den Zellwänden
(Abb. 3-5 a, b; vgl. ungefärbten Dünnschnitt Abb. 3-4). Die innerste Cortexschicht,
die Endodermis, ist einzelllagig und unverdickt. Bei der Ölrotfärbung ist diese durch
ihre Suberineinlagerungen deutlich rot gefärbt (Abb. 3-5 a, b). Die Zellen der
Endodermis besitzen eine allseitige Suberinlamelle. Ein Caspary-Streifen ist nicht
zuerkennen.
Abb. 3-5: : Wurzelquerschnitte von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn, Paraffindünnschnitte (15
µm), Ölrot- und Phloroglucinfärbung. (a) Ölrotfärbung (Suberin- und Cutinnachweis). E =
Endodermis (Farbreaktion des Suberins auf Ölrot); SkZ = Sklerenchymzellen des inneren
Cortex, Maßstab = 100 µm. (b) Ölrotfärbung der Endodermis (E). Gleichmäßige Färbung der
gesamten Endodermiszellen weist auf allseitige Suberinlamelle hin, fehlender oder nicht
sichtbarer Casparischer Streifen. Skz = Sklerenchymatisch verdickte Zellen, Maßstab = 50
µm. (c) Phloroglucinfärbung (Ligninnachweis). PaZ = unverdickte parenchymatische Zellen,
Maßstab = 100 µm. (d) Phloroglucinfärbung des Zentralzylinders. Lignifizierte Zellwände
(LZw) des Metaxylems (Mx) und des Protoxylems (Px). Diarche Wurzel, da zwei
Protoxylempole mit je zwei Protoxylemleitbahnen, Maßstab = 50 µm.
Ergebnisse
34
Der Zentralzylinder besteht aus mehreren weit- und englumigen Leitelementen.
Perizykel und Phloemelemente sind nicht eindeutig differenzierbar. Im Zentrum
befinden sich vier, bei jüngeren Wurzeln zwei weitlumige Metaxylemelemente (Abb.
3-5 d; 3-7 a). Das englumigere Protoxylem liegt an der Peripherie des Leitzylinders
und differenziert sich in zentripetale Richtung. Es besteht aus zwei Protoxylempolen
mit je zwei Protoxylemelementen. Da sich das Xylem aus zwei Polen differenziert,
handelt es sich hier um einen diarchen Zentralzylinder. Die lignifizierten Zellwände
des Leitgewebes zeigen eine starke Farbreaktion (lila) auf die Phloroglucin/HCL-
Färbung (Abb. 3-5 d).
3.3 Mykorrhizastrukturen
3.3.1 Quantitative Untersuchung und Quetschpräparation
Für eine quantitative Aussagen über die Pilzbesiedlung bei Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn wurden bei der Voruntersuchung mit Trypanblau insgesamt 94 Wurzelproben
mit einer Gesamtlänge von 125,5 cm untersucht. 22 Proben (32.7 cm) wurden vom
ersten Standort (Tab. 3-1) und 72 Proben (92,8 cm) vom zweiten Standort
gesammelt (Tab. 3-2). Auch ein Teilstück des Rhizoms wurde analysiert.
Wurzelproben, bei denen keine genaue Aussagen über ihre Mykorrhizabesiedlung
getroffen werden kann, sind hier als nicht erkennbar aufgelistet. Keine Besiedlung
trift auf Proben zu, die keine oder nur sehr wenige Mykorrhizastrukturen aufweisen
(vereinzelte Hyphen). Bei der durchschnittlichen Besiedlung sind einzelne Zellen
besiedelt und durch Hyphen miteinander verbunden. Die besiedelten Zellen kommen
in einem unregelmäßigem Muster in der Wurzel vor. Wurzeln mit einer starken
Besiedlung weisen regelmäßige, in Zellreihen liegende Mykorrhizastrukturen auf
(vgl. Abb. 3-6 a; Abb. 3-10 a).
Tab. 3-1: Quantitative Mykorrhizabesiedlung Standort 1: 22 Proben, 32,7 cm Gesamtlänge
Mykorrhizabesiedlung
Nicht
erkennbar
Keine
Besiedlung
Durchschnittliche
Besiedlung
Starke
Besiedlung
Anzahl der Proben 0 16 2 4
Prozentualer Anteil
(%) 0 72,7 9,1 18,2
Ergebnisse
35
Tab. 3-2: Quantitative Mykorrhizabesiedlung Standort 2: 72 Proben, 92,8 cm Gesamtlänge
Mykorrhizabesiedlung
Nicht
erkennbar
Keine
Besiedlung
Durchschnittliche
Besiedlung
Starke
Besiedlung
Anzahl der Proben 23 13 28 8
Prozentualer Anteil
(%) 31,9 18,1 38,9 11,1
In Tabelle 3-3 sind die Ergebnisse beider Standorte addiert. Proben der Kategorie
nicht erkennbar sind nicht dazugezählt, da bei ihnen keine eindeutige Aussage über
den Anteil der Mykorrhizabesiedlung möglich ist. Daraus ergeben sich 71 instruktive
Proben.
Tab. 3-3: Quantitative Mykorrhizabesiedlung beider Standorte ohne Fehlproben: 71 Proben
Mykorrhizabesiedlung
Keine Besiedlung Durchschnittliche
Besiedlung
Starke
Besiedlung
Anzahl der Proben 29 30 12
Prozentualer Anteil
(%) 40,8 42,3 16,9
Durch die Quetschpräparate lassen sich schon einige Teilstrukturen der
Mykorrhizapilze erkennen. Unterschiede zwischen den Standorten bezüglich der
Mykorrhizastruktur gibt es nicht, sodass sich die nachfolgenden Beschreibungen auf
beide Standorte beziehen.
Abb. 3-6: Quetschpräparate mit Trypanblaufärbung der Wurzeln von Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn. (a) Penetration (P) einer Wurzel durch Außenhyphe (H), wird dann zur intrazellulären
Hyphe (IaH), Maßstab = 20 µm. (b) Hyphe (H) innerhalb eines Wurzelhaars (Wh), eine
andere Form der Penetration, Maßstab = 50 µm.
Ergebnisse
36
Es lassen sich zwei Arten der Wurzelpenetration finden. Zum einen werden die
äußeren Wurzelzellen der Rhizodermis direkt von Außenhyphen penetriert (Abb. 3-6
a). Diese Art der Penetration wurde nur selten beobachtet und erfolgt ohne
Ausbildung eines klar identifizierbaren Appressoriums. Zum anderen werden die
Wurzelhaare der Rhizodermis penetriert (Abb. 3-6 b).
Abb. 3-7: Quetschpräparate mit Trypanblaufärbung der Wurzeln von Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn (a) Ganze Wurzel, die in Längsrichtung mittig aufgerissen ist. H = Hyphe; M =
Mykorrhizastrukturen der besiedelten Zellen, Maßstab = 200 µm. (b) Mykorrhizastrukturen
einer Zelle. Arb = arbuskuläre Strukturen; Hs = Hyphenschlaufe, Maßstab = 50 µm.
Die Ausbreitung in der Wurzel findet zunächst mit Hyphen statt, die zuerst durch die
Zellschicht der Rhizodermis wachsen, um sich dann in den Zellen des äußeren
Cortexes zu verknäulen. Dabei entstehen Hyphennester, die regelmäßig oder
vereinzelt in der Wurzel vorkommen (Abb. 3-7 a). Bei näherer Betrachtung der
Nester können bereits Mykorrhizastrukturen, wie Hyphenschlaufen und Arbuskel,
erkannt werden (Abb. 3-7 b).
Die Untersuchung des Rhizoms als Quetschpräparat gestaltete sich als schwierig, da
die strukturelle Festigkeit des Rhizomstückes keine adäquate Quetschung zuließ.
3.3.2 UnicrylTM-Semidünnschnitte
Die Untersuchung der Semidünnschnitte zeigt eine klare Besiedlung der
Wurzelzellen von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn durch Mykorrhizapilze (Abb. 3-8 a).
Die so analysierten Proben kommen von Teilwurzelstücken, die schon während der
Quetschpräparation eine starke Besiedlung aufwiesen (s. 2.3). Hierdurch wurde die
Ergebnisse
37
Wahrscheinlichkeit Mykorrhizastrukturen in den Wurzelabschnitten vorzufinden
erhöht.
Abb. 3-8: Wurzelquer- und Längsschnitte mit Toluidinblaufärbung einer dünneren (Ø 0,5
mm) Wurzel von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn, UnicrylTM-Semidünnschnitte (4 µm). (a)
Wurzelquerschnitt mit Mykorrhizastrukturen (blau) innerhalb der Parenchymzellen. Arb =
laterale Arbuskel; Hk = Hyphenknäul (coil); dH = degenerierte Hyphen, Maßstab = 100 µm.
(b) Wurzelquerschnitt einer einzelnen Parenchymzelle mit Mykorrhizastrukturen. Arb =
Arbuskel; Hs = Hyphenschlaufe innerhalb des coils, Maßstab = 20 µm. (c)
Wurzellängsschnitt der parenchymatischen Zellen des äußeren Cortex mit
Mykorrhizastrukturen. Arb = Arbuskel; Iah = intrazelluläre Hyphe; Hül = longitudinaler
Hyphenübergang zwischen zwei Zellen; Hüt = transversaler Hyphenübergang, Maßstab = 50
µm.
Ergebnisse
38
Die Zellen der Rhizodermis werden direkt von den Außenhyphen des Pilzes
penetriert. Eine Penetration der Wurzelhaare ließ sich bei dieser Methode nicht
erkennen, ebenso wenig wie eine Penetration des interzellulären Raumes.
Abb. 3-9: Wurzelquer- und Längsschnitte mit Toluidinblaufärbung einer dünneren (Ø 0,5
mm) Wurzel von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn, UnicrylTM-Semidünnschnitte (4 µm). (a)
Wurzellängsschnitt des äußeren Cortexes mit Mykorrhizastrukturen. Rh = Rhizodermis; Arb
= Arbuskel; Hül = longitudinaler Hyphenübergang; Hüt = transversaler Hyphenübergang; IaH
= intrazelluläre Hyphe; Ph = Penetrationshyphe / initielle Hyphe, Maßstab = 100 µm. (b)
Längsschnitt einer einzelnen Parenchymzelle mit coil. Arb = Arbuskel; Hs = Hyphenschlaufe,
Maßstab = 50 µm. (c) Wurzelquerschnitt mit Mykorrhizabesiedlung der äußersten Zelllage
des sklerenchymatischen Cortexgewebes (SkZ). Hk = Hyphenknäul (coil); =
Hyphenübergang, Maßstab = 50 µm.
Die Penetrationshyphe ca. 10 µm) verläuft geradlinig transversal und durchdringt
die Rhizodermis bis zur ersten Zellschicht des äußeren Cortex. Dort verzweigt sich
die Hyphe und besiedelt die angrenzenden Zellen der zweiten Schicht des äußeren
Cortex (Abb. 3-9 a). Innerhalb der Rhizodermis und der darunter liegenden Zelllage
findet keine longitudinale Ausbreitung der Penetrationshyphen statt.
In den Zellen der zweiten Cortexzelllage sind die meisten Mykorrhizastrukturen
lokalisiert. Eine initielle Hyphe (Ø 7-10 µm) verläuft intrazellulär longitudinal und
Ergebnisse
39
penetriert benachbarte Parenchymzellen (Abb. 3-8 c). Kurz nach der Zellpenetration
verknäult sich die Hyphe mit mehreren Schlaufen, um dann geradlinig weiter
zulaufen (Abb. 3-9 a). Aus dieser ersten Verknäulung entstehen kleinere laterale
Seitenhypen (Ø 2-4 µm), die sich dann zu Nebenknäulen entwickeln bzw. feine
laterale Arbuskelästchen bilden (Abb. 3-8 b; 3-9 b). Für die Besiedlung der darunter-
liegenden Cortexschichten gibt es zwei Möglichkeiten. Zum einen kann die initielle
Hyphe abzweigen und sich transversal in die tieferen Zellen ausbreiten. Zum
anderen können auch die kleineren Seitenhyphen diese tieferliegenden Zelllagen
penetrieren. Die inneren Lagen der sklerenchymatischen Zellschicht des inneren
Cortexes sowie die Endodermis und der Zentralzylinder werden nicht besiedelt.
Lediglich in der äußersten Lage der Sklerenchymschicht, deren Zellen nach außen
hin noch eine unverdickte Zellwand besitzen, können Mykorrhizastrukturen
beobachtet werden (Abb. 3-9 c). Pflanzenzellen, die gänzlich mit Pilzmaterial
angefüllt und daher vermutlich bereits länger besiedelt sind als Zellen, welche nur
eine geringe Besiedlungsdichte aufweisen, sind häufig leicht vergrößert. Dabei
verdeckt der im mikroskopischen Bild granulär erscheinende Arbuskelanteil die
Hyphenschlaufen weitestgehend (Abb. 3-9 b). Ältere Mykorrhizastrukturen
degenerieren zu amorphen Klumpen (Abb. 3-8 a). Vesikel sind nicht zu sehen. In
keinem Präparat konnten interzelluläre Hyphen betrachtet werden.
3.3.3 KLSM
Die Untersuchungen der Wurzelproben mit Hilfe der konfokalen Laserscan-
mikroskopie bestätigen die Resultate der vorangegangenen Methoden. Durch die
dreidimensionale Darstellung der Ergebnisse ist eine bessere Einsicht auf die
Mykorrhizastrukturen innerhalb der Wurzelzellen von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn
möglich. Die Färbung mit Alexa Fluor® 633 (Pilzkanal) gibt einen besonders guten
Einblick in die feinen Strukturen der Knäule sowie deren Hyphenverlauf innerhalb der
Zellen (Abb. 3-10 b, c). Die Darstellung des pflanzlichen Gewebes durch Calcofluor
White M2R (Pflanzenkanal) ist etwas schwach. Bei dieser Methode wird der
Unterschied zwischen den relativ derben Hyphenschlaufen der initiellen Hyphen und
den fein-verzweigten Hyphenästchen sichtbar (Abb. 3-10 b, c). Desweiteren lässt
sich die räumliche Struktur eines Hyphenübergangs zwischen zwei Zellen besser
rekonstruieren (Abb. 3-10 d).
Ergebnisse
40
Ergebnisse
41
Abb. 3-10: Wurzellängschnitt, KLSM-Aufnahmen mit Calcofluor- (grau) und Alexa Fluor-
(orangerot) Färbung von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. (a) 3-D Rekonstruktion einer vor
dem konfokalen Scan bis zum Zentralzylinder angeschnittenen Wurzel mit mittigem
Leitgewebe (L) und einzelnen, longitudinal-angeordneten Hyphenknäueln (Hk), Maßstab =
100 µm. (b) Längsschnitt der Hyphenknäuele. Arb = Arbuskel; Hs = Hyphenschlaufe; Ph =
Penetrationshyphe, die sich in linke und mittige Zelle verzweigt, Maßstab = 20 µm. (c) siehe
(b), Maßstab = 20 µm. (d) Zwei Zellen mit starkem Arbuskelwachstum (Arb), und
Hyphenübergang (Hü), Maßstab = 20 µm.
Diskussion
42
4. Diskussion
4.1 Morphologie der Rhizome und Wurzeln
Tryon (1941) beschreibt Pteridium aquilinum (L.) Kuhn als unausstehliches Unkraut,
da es auf Felder sowie Weidenflächen eindringt und auf Grund seines tiefen
weitreichenden Rhizoms nur schwer zu bekämpfen ist. Das viel-verzweigte Rhizom
entzieht dem Boden Wasser und hrstoffe, sodass nur wenige andere
Pflanzenarten zwischen den dichten Farnwedeln wachsen können (Whitehead u.
Digby 1997). Die hier untersuchten Standorte zeigen ebenfalls ein starkes
Vorkommen des heimischen Farns. Besonders an Standort zwei tritt der Adlerfarn als
Pflanzenmonopol in dichten Herden am Wegrand auf. Lediglich an den gerodeten
Rändern fand man vereinzelt weitere Pflanzenarten. Die unterirdischen
Rhizomverbindungen zwischen den einzelnen Farnwedeln bestätigen die von Tryon
(1941) beschriebene starke vegetative Vermehrung des Farns.
Die von Watt (1940) charakterisierten Kategorien der Rhizomabschnitte finden sich in
dem untersuchten Rhizom wieder. Lange Rhizomabschnitte können auf Grund ihrer
Struktur und Blattwedellosigkeit den long shoots zugeordnet werden. Die
Kurzsprosse mit sympodialer Verzweigung und kurzen Internodien gleichen den
short shoots. Im Gegensatz zu Watts Beobachtungen können allerdings keine
Wedel an den Kurzsprossen gefunden werden. Daniels (1981) beschreibt die
intermediate shoots als Übergangsphase zwischen den beiden zuvor genannten
Kategorien. So besitzen sie längere Internodien, verzweigen sich unregelmäßig und
können Wedel tragen. Die hier gefundenen Rhizomsegmente der mittleren Länge
bildeten die meisten Wedel aus und ihre Internodienlänge variierte. Womöglich
befinden sich diese Abschnitte gerade in einer Differenzierungsphase zu einem
langen bzw. kurzen Spross.
Die vertikale Ausbreitung des Rhizoms unterliegt eher physiologischen als
physikalischen Faktoren (Watt 1940). Die genaue Tiefe sowie die Gesamtlänge des
Rhizoms können nicht exakt bestimmt werden, da aus technischen Gründen und
zum Erhalt der Umwelt auf die Untersuchungen verzichtet wurde. Bei den Knospen
an der Basis mancher Blattstiele handelt es sich wahrscheinlich um inaktive
Blattprimordien, welche bei einer Störung (z.B. Rodung oder Absterben der ersten
Wedel) neue Wedel ausgebildet hätten (Daniels 1981).
Diskussion
43
Trotz primärer Homorhizie und einheitlicher endogener Entstehung der Wurzeln
zeichnen sich die Wurzelwerke der Farne durch unterschiedliche morphologische
Formen aus. Manche Farnarten verzweigen ihre Wurzeln bis zur 10. Ordnung
(Kutschera u. Lichtenegger 1992). Pteridium aquilinum (L.) Kuhn bildet oftmals ein
großes energisches Wurzelgeflecht mit schwarzen brüchigen Wurzeln (O'Brien
1963). Die Wurzeln der untersuchten Exemplare verzweigen sich zwar nur bis zur 3.
Ordnung, können aber durch die Anzahl der Verzweigungen in Kombination mit der
Wurzellänge die von OBrien beschriebenen Wurzelgeflechte bilden. Blattstielwurzeln
wachsen in dichten Reihen an der Basis der Petioli und dienen der Wasseraufnahme
bei leichten Regenfällen (O'Brien 1963). Die untersuchten Pflanzen besitzen nur sehr
wenige Blattstielwurzeln, die vereinzelt an einigen Petioli vorkommen. Der Grund für
ihre Seltenheit könnte auf eine spezielle Standortanpassung des kosmopolitischen
Adlerfarns zurückzuführen sein. Womöglich werden Blattstielwurzeln an Standorten
mit geringer durchschnittlicher Niederschlagsmenge häufiger gebildet als an
Standorten der mittleren Breiten.
4.2 Anatomie der Rhizome und Wurzeln
Die Untersuchung des Rhizomquerschnitts von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn zeigt
ein bizyklisches Stelensystem, bestehend aus einem äußeren und einem inneren
Leitbündelring. Laut Ogura (1938) entsteht der innere Leitbündelring, bezogen auf
die ontogenetische Entwicklung, aus einer Erhöhung des äußeren Ringes und trennt
sich später von diesem. Dadurch bildet sich die bizyklostelische Form.
Die Sklerenchymplatten übernehmen, zusammen mit der sklerenchymatischen
Schicht unterhalb der Epidermis, die Stützfunktion des Rhizoms, welche besonders
auf Grund des fehlenden sekundären Dickenwachstums bei Baumfarnen mit
aufrechten Rhizomen eine wichtige Rolle spielt (Kramer et al. 1995; Bresinsky 2008).
Die histologischen Untersuchungen verdeutlichen einen klaren Aufbau der Wurzeln
aus unterschiedlichen Geweben. Das Abschlussgewebe, die Rhizodermis, besteht
aus einer einzelnen Schicht unverdickter Zellen ohne Suberineinlagerungen. Eine
Exodermis ist nicht zu sehen. Laut Kutschera und Lichtenegger (1992) sind vor allem
jungen Wurzeln wenig vor Wasserverlust geschützt, können aber auf Grund der
fehlenden Verdickung zahlreiche Wurzelhaare ausbilden. Die schwache Farbreaktion
der Ölrotfärbung an den verdickten Zellwänden des inneren Cortexes könnte auf eine
Diskussion
44
leichte Suberineinlagerung hinweisen, welche die Aufgabe einer Wasser- und
Nährstoffbarriere übernimmt.
Kutschera und Lichtenegger (1992) beschreiben den Übergang zwischen den beiden
unspezifischen Schichten des Cortex als fließend mit zunehmender Verdickung der
Zellwände von außen nach innen. Diese sklerenchymatische Schicht fungiert, wie
auch die des Rhizoms, als Stützgewebe. Die untersuchten Dünnschnitte weisen
keinen fließenden Übergang auf, lediglich eine einzelllagige radiale
Übergangszellschicht mit teilweise verdickten Zellwänden. Das sklerenchymatische
Stützgewebe erschwert die Quetschpräparation der Wurzeln, da sich diese in
manchen Fällen nicht oder nur mit äußerster Kraft quetschen lassen.
Die einzelllagige Endodermis kann auf Grund der allseitigen Suberinlamelle sowie
des Fehlens einer Celluloseschicht als sekundäre Endodermis bezeichnet werden
(Esau 1969).
Der Zentralzylinder besteht überwiegend aus konzentrischen Leitbündeln des
Innenxylems (Ø 90 µm), dessen Zellwände Lignineinlagerungen nachweisen
(Phloroglucin/HCL-Färbung). Anders als bei anderen Farnarten, die meistens
ursprünglichere Tracheiden besitzen, sind die Querwände der Xylemzellen des
Adlerfarns zu sprossenleiterartigen Gebilden, den Leitertracheen, aufgelöst (Probst
1986). Das Vorhandensein dieser Leitertracheen muss als Charakteristikum einer
relativ hohen Entwicklung des Pteridophyten-Kormus angesehen werden (Esser
1992).
Die Protoxylemelemente unterscheiden sich in ihrer Größe deutlich von denen des
Metaxylems und kommen an zwei Polen am Rande des Zentralzylinders vor.
Entsprechend der Anzahl der Pole handelt es sich hierbei um eine diarche Wurzel
(greich. archein = anfangen) (Esau 1969).
4.3 Mykorrhizastrukturen
4.3.1 Quantitative Untersuchung und Quetschpräparation
Nach Wang und Qiu (2006) weisen 52% der Arten und 93% der Familien der
untersuchten Pteridophyten Mykorrhizastrukturen auf. Im Vergleich mit der
Gesamtzahl aller untersuchten Pflanzenarten, die eine Symbiose mit
Mykorrhizapilzen eingehen (80%), beträgt die Kolonisierungsrate bei Pteridophyten
nur zwei Drittel. Möglicherweise sind Farne und farnverwandte Pflanzen weniger von
Diskussion
45
Mykorrhizapilzen abhängig als andere Pflanzenklassen (Kessler et al. 2010). Ein
weiterer Grund könnte eine fehlenden Anpassung der ersten Landpflanzen an
symbiotische Interaktionen mit Pilzen sein (Read et al. 2000).
Wie auch vorangegangenen Untersuchungen beweisen (Hepden 1960; Cooper
1976; Berch u. Kendrick 1982; Lee et al. 2001; Zhang et al. 2004; Muthukumar u.
Prabha 2013) geht Pteridium aquilinum (L.) Kuhn eine Symbiose mit
Mykorrhizapilzen ein. Kessler (2010) untersuchte 88 terrestrische Farnarten und
kommt auf einen Mykorrhizaanteil von ca. 71% in der Wurzel. Von Lee (2001)
analysierte Wurzelproben des Adlerfarns weisen eine Mykorrhizadichte von 61-80%
auf. Werden die hier quantitativ untersuchten prozentualen Anteile der Kategorien
durchschnittliche und starke Besiedlung beider Standorte addiert, ergibt sich daraus
ein Mykorrhizanteil von 59,2% innerhalb der Wurzeln, welcher nur knapp unterhalb
der von Kessler und Lee aufgezeigten Werte liegt.
Die Wurzeln des ersten Standortes weisen einen wesentlich niedrigeren
prozentualen Mykorrhizanteil auf als die des zweiten Standortes. Ein Grund dafür
könnte der Nährstoffgehalt des Bodens sein. Arten, die in sehr nährstoffreichen
Umgebungen aufwachsen, tendieren dazu, weniger Verbindungen mit
Mykorrhizapilzen einzugehen (Trappe 1987). Am ersten Standort ist der Humusanteil
durch die wäldliche Lage höher als beim zweiten Standort.
Im Gegensatz zu Zhi-wei (2000), der Mykorrhizastrukturen überwiegend in den
dickeren, haarlosen Wurzeln der eusporangiaten Farne fand, sind die feineren,
dünneren Wurzeln mit intakten Wurzelhaaren des leptosporangiaten Adlerfarns
häufiger besiedelt. Womöglich liegt dies an der Art der Wurzelpenetration durch die
Pilzhyphen, sodass eusporangiate Farne vermehrt über die Rhizodermis, anstatt
über ihre Wurzelhaare besiedelt werden.
Auch wenn keine Aussage über den Mykorrhizastatus innerhalb des Rhizoms
gemacht werden kann, geht Cooper (1976) von einer Pilzlosigkeit in den
unterirdischen Sprossachsen der Farne aus.
Die gefundenen Arten der Wurzelpenetration stimmen teilweise mit den von Hepden
(1960) beobachteten Eintrittspunkten des Pilzes in die Wurzel überein. Hepden stellt
eine Penetration der Wurzelhaare sowie eine direkte Penetration der Rhizodermis mit
auffälligem Appressorium fest. Die Quetschpräparate lassen nur eine gewisse
strukturelle Qualität zu, wodurch die klare Identifizierung eines Appressoriums
erschwert wird.
Diskussion
46
4.3.2 Qualitative Untersuchung der Mykorrhiza
Die Semidünnschnitte sowie die Aufnahmen der KLSM zeigen ein zweifelloses
Ausbreitungsmuster mit Besiedlungsstrukturen und einer gleichmäßigen Zonierung
dieser Strukturen im Cortex der untersuchten Art. Wie die meisten Farne (Hepden
1960; Berch u. Kendrick 1982; Zhang et al. 2004) bildet auch der hier untersuchte
Adlerfarn eine arbuskuläre Mykorrhiza mit Arbuskeln und Hyphenknäuelen aus.
Die meisten Mykorrhizastrukturen sind in der zweiten und dritten Zelllage des
äußeren Cortex lokalisiert. Eine Pilzbesiedlung der Zellen des inneren Cortex bei
Pteridium aquilinum (Conway u. Arbuthnott 1949) ist nicht vorgekommen.
Wahrscheinlich fungiert die Verdickung der Sklerenchymzellen als natürliche Barriere
für den Pilz. Eine Entwicklung von Pilzstrukturen in der äußersten Zellschicht des
inneren Cortex (Übergangsschicht) ist nur möglich, wenn die nach außen liegenden
Zellwände unverdickt bleibt. Desweitern sind suberinisierte Zellen für Pilzhyphen
undurchdringbar (Smith u. Read 2008), sodass die allseitig suberinisierte
Endodermis eine Besiedlung des Zentralzylinders verhindert.
Die ersten beiden Zellschichten der Wurzel werden von der Penetrationshyphe
geradlinig transversal durchquert, damit ein zügiger Stoffaustausch im
Cortexparenchym beginnen kann (Smith u. Read 2008).
Ausgehend von einer longitudinal verlaufenden initiellen Hyphe werden die ersten
Hyphenschlaufen oder Knäuele gebildet. Hyphale Spulen haben im Vergleich zu
Arbuskeln zwar eine geringere Oberflächengröße (Smith u. Read 2008), weisen
dafür aber eine längere Funktionsdauer in der Zelle auf (Brundrett u. Kendrick 1990).
Aus diesem primären Knäuel gehen die ersten lateralen Arbuskel hervor, die durch
wiederholte dichotome Verzweigungen ihre Oberfläche vergrößern bis das Zelllumen
vollständig ausgefüllt ist (Gerdemann 1968). Neben des lateralen Ursprungs können
sich Arbuskel auch aus einer Verlängerung der initiellen Hyphe bilden (Wubet et al.
2003). Durch diese zeitlich versetzte Entwicklung sowie durch den Arbuskelanteil
innerhalb einer Zelle lässt sich eine ungefähre Aussage über das Alter der
Mykorrhizastrukturen machen. Die Lebensdauer der Arbuskel beträgt nur wenige
Tage. Ältere arbuskuläre Strukturen verlieren ihre Feinheit und lösen sich zu einer
körnigen Masse auf. Danach kollabieren sie und verklumpen zu amorphen Strukturen
(Smith u. Read 2008).
Diskussion
47
Die Penetration der benachbarten Parenchymzellen verläuft rein intrazellulär mit
Penetrationseinheiten in longitudinaler wie auch transversaler Richtung. Auch wenn
eine interzelluläre Ausbreitung, wegen ihres geringeren physischen Wiederstandes,
schneller verlaufen würde (Smith u. Read 2008), besteht keine Korrelation zwischen
Größe sowie Anzahl der Interzellularen und einer bevorzugten Wachstumsvariante
(Imhof u. Weber 1997). Die Ausbildung langer, geradliniger Hyphen, die longitudinal
durch mehrere Parenchymzellen verlaufen, könnte einer schnellen Erschließung
weiterer besiedelbarer Zellen durch den Pilz dienen.
Trotz einer Beobachtung zahlreicher Vesikel in Pteridium aquilinum (L.) Kuhn durch
vorangegangene Untersuchungen (Boullard 1958; Hepden 1960) ist bei dieser
Aufarbeitung ein Fehlen der Speicherorgane zu verzeichnen. Die Bildung der Vesikel
wird überwiegend durch den Alterungsprozess der Mykorrhizastrukturen eingeleitet
(Smith u. Read 2008). Generell sind bei der Untersuchung wenige degenerierte
Mykorrhizastrukturen zu sehen, sodass sich der Pilz in den analysierten
Wurzelstücken womöglich in einer starken vitalen Phase seines Zyklus befindet und
demnach noch keine Vesikel ausbildet.
Die bei Pteridium aquilinum (L.) Kuhn gebildeten Ausbreitungsmuster des Pilzes
lassen sich nach Gallaud (1905) dem Paris-Typ zuordnen. Die Verbreitung der
Hyphen sowie die Lage der Mykorrhizastrukturen sind rein intrazellulär.
Hyphenknäuele bestehen aus unregelmäßig gewundenen Hyphenschlaufen mit
lateralen (nicht terminalen) Arbuskeln, die in bestimmten Zellschichten vorkommen
(arbuskuläre Knäuele).
Wird das von Dickson (2004) konzipierte Kontinuum zur Einordnung herangezogen,
lassen sich die Pilzstrukturen ebenfalls dem Paris-Typ (P) zuordnen.
Pflanzen, die in Wäldern oder in waldnahen Gebieten wachsen, neigen dazu, den
Paris-Typ auszubilden (Dickson et al. 2007). Da der Adlerfarn als Waldgattung gilt
und die untersuchten Standorte in forstlichen Gebieten liegen, trifft die These von
Dickson (2007) zu.
Laut Imhof (1999) scheint der Arum-Typ die ursprünglichste Form der Mykorrhiza zu
sein. Fernández (2013) befürwortet diese These, da der Paris-Typ überwiegend in
den fortschrittlicheren leptosporangiaten Farnen vorkommt. Desweiteren hält die
Paris-Morphologie die Energieversorgung zum Pilz auf einem niedrigen Niveau,
sodass ein langsameres Wachstum der Pflanze oder ein Wachstum in stressigen
Diskussion
48
Gebieten vorteilhafter wäre. Die Tatsache, dass Farne meist mehrjährige Pflanzen
mit langen Lebenszyklen sind und häufig wegen des waldbedingten Lichtmangels in
stressigen Lebensräumen wachsen, würde dieser Idee zusprechen (Fernández et al.
2013).
Zusammenfassung
49
5. Zusamenfassung
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, eine möglichst genaue Aussage über die
Rhizom- und Wurzelanatomie sowie die Struktur der Mykorrhiza bei Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn (Adlerfarn) zu treffen. Zu diesem Zweck wurden Wurzel- und
Rhizomproben von verschiedenen Standorten gesammelt und mit unterschiedlichen
Verfahren auf morphologische und anatomische Merkmale sowie das
Ausbreitungsmuster der Mykorrhiza untersucht.
Das Rhizom bildet ein stark verzweigtes unterirdisches Netzwerk. Rhizomabschnitte
können anhand ihrer Länge, Struktur und Funktion in verschiedenen
Sprosskategorien eingeordnet werden. Anatomisch setzt sich das Rhizom aus einem
bizyklischen Leitgewebe mit dazwischen liegenden Sklerenchymplatten zusammen,
welche die Stützfunktion übernehmen.
Das homorhize Wurzelsystem des Adlerfarns ist reich verzweigt und besteht
überwiegend aus dunklen brüchigen Wurzeln, die bis zu 30 cm lang werden können.
Die Wurzeln weisen eine einzelllagige Rhizodermis mit darunter liegenden
Cortexparenchym auf, dessen Zellwände sich in zentripetaler Richtung durch
Sekundärauflagerungen stark verdicken. Die sekundären Endodermiszellen sind
allseitig suberinisiert. Die Stelen des diarchen Zentralzylinders bestehen aus
großlumigen Xylemelementen mit fortschrittlicheren Leitertracheen.
Was die Mykorrhizastruktur betrifft, so konnte anhand der Semidünnschnitte und
Aufnahmen der KLSM gezeigt werden, dass der Adlerfarn eine arbuskuläre
Mykorrhiza des Paris-Typs bildet. Die Penetration findet sowohl über die Rhizodermis
als auch über die Wurzelhaare statt. Innerhalb der unverdickten Cortexzellen breiten
sich die rein intrazellulär verlaufenden Hyphen longitudinal sowie transversal aus.
Nach der Besiedlung der Zelle durch eine initielle Hyphe entsteht eine erste primäre
Verknäuelung, aus der dann laterale Arbuskel hervorgehen, die das ganze Zelllumen
einnehmen können. Initielle Hyphen können beim Besiedlungsvorgang geradlinig
durch mehrere Zellen verlaufen. Dadurch kann sich ein gleichmäßiges
Besiedlungsmuster durch den Pilz über weite Teile der Wurzel bilden.
Literaturverzeichnis
50
6. Literaturverzeichnis
Aerts, R. (2003): The Role of Various Types of Mycorrhizal Fungi in Nutrient Cycling
and Plant Competition. In: van der Heijden, M. G. A. u. Sanders, I. R. : Mycorrhizal
ecology. With 16 tables. Springer. Berlin: 117133.
Akiyama, K.; Matsuzaki, K.-i. u. Hayashi, H. (2005): Plant sesquiterpenes induce
hyphal branching in arbuscular mycorrhizal fungi. Nature 435 (7043): 824827.
Arditti, J. u. Ghani, A. K. (2000): Tansley Review No. 110. Numerical and physical
properties of orchid seeds and their biological implications. The New phytologist 145
(3): 367421.
Bago, B.; Pfeffer, P. E.; Abubaker, J.; Jun, J.; Allen, J. W.; Brouillette, J.; Douds, D.
D.; Lammers, P. J. u. Shachar-Hill, Y. (2003): Carbon export from arbuscular
mycorrhizal roots involves the translocation of carbohydrate as well as lipid. Plant
physiology 131 (3): 14961507.
Bell, P. R. u. Hemsley, A. R. (2000): Green Plants. Their Origin and Diversity.
Cambridge University Press.
Berch, S. M. u. Kendrick, B. (1982): Vesicular-Arbuscular Mycorrhizae of Southern
Ontario Ferns and Fern-Allies. Mycologia 74 (5)
Besserer, A.; Puech-Pagès, V.; Kiefer, P.; Gomez-Roldan, V.; Jauneau, A.; Roy, S.;
Portais, J.-C.; Roux, C.; Bécard, G. u. Séjalon-Delmas, N. (2006): Strigolactones
stimulate arbuscular mycorrhizal fungi by activating mitochondria. PLoS biology 4 (7)
Bidartondo, M. I. (2005): The evolutionary ecology of myco-heterotrophy. The New
phytologist 167 (2): 335352.
Bidartondo, M. I.; Read, D. J.; Trappe, J. M.; Merckx, V.; Ligrone, R. u. Duckett, J. G.
(2011): The dawn of symbiosis between plants and fungi. Biology letters 7 (4): 574
577.
Bonfante, P.; Perotto u. Silvia (1995): Strategies of arbuscular mycorrhizal fungi
when infecting host plants. New Phytologist 130 (1): 321.
Boullard, B. (1958): La mycotrophie chez les ptéridophytes. Sa fréquence, ses
caractères, sa signification. @Caen, Univ., Diss., 1958. Botaniste.
Bresinsky, A. (2008): Lehrbuch der Botanik. XVI, 1175 S.
Bronstein, J. L. (1994): Conditional outcomes in mutualistic interactions. Trends in
ecology & evolution 9 (6): 214217.
Brundrett, M. (1991): Mycorrhizas in Natural Ecosystems. In: Elsevier: 171313.
Literaturverzeichnis
51
Brundrett, M. (2004): Diversity and classification of mycorrhizal associations.
Biological Reviews 79 (3): 473495.
Brundrett, M. u. Kendrick, B. (1990): The roots and mycorrhizas of herbaceous
woodland plants. II. Structural aspects of morphology. New Phytologist 114 (3): 469
479.
Brundrett, M. C. (2002): Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants. New
Phytologist 154 (2): 275304.
Brundrett, M. C. u. Kendrick, B. (1988): The mycorrhizal status, root anatomy, and
phenology of plants in a sugar maple forest. Canadian Journal of Botany 66
(6): 11531173.
Burrows, J. E. u. Burrows, S. (1990): Southern African ferns and fern allies.
Frandsen. Sandton, South Africa. 359 S.
Campbell, N. A. u. Reece, J. B. (2009): Biologie. Pearson Deutschland; Pearson
Studium. München. Online-Ressource.
Christenhusz, M. J.M. u. Byng, J. W. (2016): The number of known plants species in
the world and its annual increase. Phytotaxa 261 (3): 201.
Conway, E. u. Arbuthnott, M. (1949): Occurrence of endotrophic mycorrhiza in the
roots of Pteridium aquilinum Kuhn. Nature 163 (4146): 609.
Cooper, K. M. (1976): A field survey of mycorrhizas in New Zealand ferns. New
Zealand Journal of Botany 14 (2): 169181.
Cremers, G. (1991): Flora of the Guianas: Dennstaedtiaceae,
Hymenophyllopsidaceae. 91 S.
Daniels, R. E. (1981): The Growth Strategy of Bracken. ITE Annual Report: 7071.
Dasanayake, M. D. (1960): Aspects of Morphogenesis in a Dorsiventral Fern,
Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. With one Plate and ten Figures in the Text. Annals of
Botany 24 (3): 317329.
de Bary (1879): Die Erscheinung Der Symbiose. Karl J. Trübner. Strassburg.
Decken, C. C. v. d.; Kuhn, M. F. A. u. Sonder, O. W. (1879): Reisen in Ost Afrika in
1859-61. Band III. Abteilung 3 Botanik. Leipzig.
Dickson, S. (2004): The Arum-Paris continuum of mycorrhizal symbioses. New
Phytologist 163 (1): 187200.
Literaturverzeichnis
52
Dickson, S.; Smith, F. A. u. Smith, S. E. (2007): Structural differences in arbuscular
mycorrhizal symbioses. More than 100 years after Gallaud, where next? Mycorrhiza
17 (5): 375393.
Douglas, A. E. (1994): Symbiotic interactions. Oxford University Press. Oxford. 148
S.
Duddridge, J. A. u. Read, D. J. (1982): An ultrastructural Analysis of the development
of mycorrhizas in Monotropa Hypopitys (L.). New Phytologist 92 (2): 203214.
Düll, R. u. Kutzelnigg, H. (2016): Taschenlexikon der Pflanzen Deutschlands und
angrenzender Länder. Die wichtigsten mitteleuropäischen Arten im Porträt. Quelle &
Meyer Verlag. Wiebelsheim. 775 S.
Esau, K. (1969): Pflanzenanatomie. G. Fischer. Stuttgart. XVI, 594 S., S. 465-560
Esser, K. (1992): Kryptogamen II Moose und Farne. Praktikum und Lehrbuch.
Springer Berlin Heidelberg. Berlin, Heidelberg.
Fernández, N. V.; Messuti, M. I. u. Fontenla, S. B. (2013): Occurrence of arbuscular
mycorrhizas and dark septate endophytes in pteridophytes from a Patagonian
rainforest, Argentina. Journal of basic microbiology 53 (6): 498508.
Filion, M.; St-Arnaud, M. u. Fortin, J. A. (1999): Direct interaction between the
arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices and different rhizosphere
microorganisms. New Phytologist 141 (3): 525533.
Frank, A. B. (1876): Ueber die biologischen Verhältnisse des Thallus einiger
Krustenflechten. Königl. Botanische Gesellschaft. Regensburg.
Frank, A. B. (1885): Ueber die auf Wurzelsymbiose beruhende Ernährung gewisser
Bäume durch unterirdische Pilze. Berichte der Deutschen Botanischen Gesellschaft
(3): 128145.
Frank, A. B. (1887): Ueber neue Mycorhiza-Formen. Berichte der Deutschen
Botanischen Gesellschaft (5): 395409.
Friedl, T.; Raven, P. H.; Evert, R. F. u. Eichhorn, S. E. (2006): Biologie der Pflanzen.
Walter de Gruyter. Berlin, New York. 942 S.
Gallaud, I. (1905): Études sur les Mycorhizes endotrophes. @Paris, Phil. Diss. Le
Bigot. Lille. 144 S.
Gerdemann, J. W. (1968): Vesicular-Arbuscular Mycorrhiza and Plant Growth.
Annual Review of Phytopathology 6 (1): 397418.
Literaturverzeichnis
53
Giovannetti, M.; Sbrana, C.; Avio, L. u. Strani, P. (2004): Patterns of below-ground
plant interconnections established by means of arbuscular mycorrhizal networks.
New Phytologist 164 (1): 175181.
Hartig, T. (1840): Vollständige Naturgeschichte der forstlichen Culturpflanzen
Deutschlands. Förstner'sche Verlagsbuchhandlung. Berlin.
Hepden, P. M. (1960): Studies in vesicular-arbuscular endophytes. Transactions of
the British Mycological Society 43 (3): 559570.
Imhof, S. (1999): Root morphology, anatomy and mycotrophy of the achlorophyllous
Voyria aphylla (Jacq.) Pers. (Gentianaceae). Mycorrhiza 9 (1): 3339.
Imhof, S. (2009): Arbuscular, ecto-related, orchid mycorrhizas--three independent
structural lineages towards mycoheterotrophy. Implications for classification?
Mycorrhiza 19 (6): 357363.
Imhof, S. u. Weber, H. C. (1997): Root Anatomy and Mycotrophy (AM) of the
Achlorophyllous Voyria truncata (Standley) Standley & Steyermark (Gentianaceae).
Botanica Acta 110 (2): 127134.
Imhof, S. u. Weber, H. C. (2000): Root structures and mycorrhiza of the
achlorophyllous Voyria obconica progel (Gentianaceae). Symbiosis 29 (3): 201211.
James, T. Y.; Kauff, F.; Schoch, C. L.; Matheny, P. B.; Hofstetter, V.; Cox, C. J.;
Celio, G.; Gueidan, C.; Fraker, E.; Miadlikowska, J.; Lumbsch, H. T.; Rauhut, A.;
Reeb, V.; Arnold, A. E.; Amtoft, A.; Stajich, J. E.; Hosaka, K.; Sung, G.-H.; Johnson,
D.; O'Rourke, B.; Crockett, M.; Binder, M.; Curtis, J. M.; Slot, J. C.; Wang, Z.; Wilson,
A. W.; Schüssler, A.; Longcore, J. E.; O'Donnell, K.; Mozley-Standridge, S.; Porter,
D.; Letcher, P. M.; Powell, M. J.; Taylor, J. W.; White, M. M.; Griffith, G. W.; Davies,
D. R.; Humber, R. A.; Morton, J. B.; Sugiyama, J.; Rossman, A. Y.; Rogers, J. D.;
Pfister, D. H.; Hewitt, D.; Hansen, K.; Hambleton, S.; Shoemaker, R. A.; Kohlmeyer,
J.; Volkmann-Kohlmeyer, B.; Spotts, R. A.; Serdani, M.; Crous, P. W.; Hughes, K. W.;
Matsuura, K.; Langer, E.; Langer, G.; Untereiner, W. A.; Lücking, R.; Büdel, B.;
Geiser, D. M.; Aptroot, A.; Diederich, P.; Schmitt, I.; Schultz, M.; Yahr, R.; Hibbett, D.
S.; Lutzoni, F.; McLaughlin, D. J.; Spatafora, J. W. u. Vilgalys, R.
(2006): Reconstructing the early evolution of Fungi using a six-gene phylogeny.
Nature 443 (7113): 818822.
Johnson, N. C.; Graham, J. H. u. Smith, F. A. (1997): Functioning of mycorrhizal
associations along the mutualism-parasitism continuum. New Phytologist 135
(4): 575585.
Kessler, M.; Jonas, R.; Cicuzza, D.; Kluge, J.; Piatek, K.; Naks, P. u. Lehnert, M.
(2010): A survey of the mycorrhization of Southeast Asian ferns and lycophytes.
Plant biology (Stuttgart, Germany) 12 (5): 788793.
Literaturverzeichnis
54
Kosuta, S.; Chabaud, M.; Lougnon, G.; Gough, C.; Dénarié, J.; Barker, D. G. u.
Bécard, G. (2003): A diffusible factor from arbuscular mycorrhizal fungi induces
symbiosis-specific MtENOD11 expression in roots of Medicago truncatula. Plant
physiology 131 (3): 952962.
Kosuta, S.; Hazledine, S.; Sun, J.; Miwa, H.; Morris, R. J.; Downie, J. A. u. Oldroyd,
G. E. D. (2008): Differential and chaotic calcium signatures in the symbiosis signaling
pathway of legumes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America 105 (28): 98239828.
Kramer, K. U. (1990): The Families and Genera of Vascular Plants. Pteridophytes
and gymnosperms. Springer. XII, 404 S.
Kramer, K. U.; Schneller, J. J. u. Wollenweber, E. (1995): Farne und Farnverwandte.
Morphologie - Systematik - Biologie. Thieme. Stuttgart, New York. 198 S.
Kutschera, L. u. Lichtenegger, E. (1992): Wurzelatlas mitteleuropäischer
Grünlandpflanzen. Pteridophyta und Dicotyledoneae: Anatomie. Fischer. Stuttgart.
851 S.
Leake, J. R. (1994): The biology of myco-heterotrophic ('saprophytic') plants. New
Phytologist 127 (2): 171216.
Lee, J.-K.; Eom, A.-H.; Lee, S.-S. u. Hee Lee, C. (2001): Mycorrhizal symbioses
found in roots of fern and its relatives in Korea. Journal of Plant Biology 44 (2): 81
86.
Lepage, B.; Currah, R.; Stockey, R. u. Rothwell, G. (1997): Fossil ectomycorrhizae
from the Middle Eocene. American journal of botany 84 (3): 410.
Lewis, D. H. (1973): Concepts in fungal nutrition and the origin of biotrophy.
Biological Reviews 48 (2): 261277.
Linné, C. v. (1753): Species plantarum, exhibentes plantas rite cognitas, ad genera
relatas cum differentiis specificis, nominibus trivialibus, synonymis selectis, locis
natalibus, secundum systema sexuale digestas. Salvii. Holmiae. 56112003 S.
Marrs, R. H. u. Watt, A. S. (2006): Biological Flora of the British Isles. Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn. Journal of Ecology 94 (6): 12721321.
Martin, F. (2017): Molecular mycorrhizal symbiosis. Wiley Blackwell. Hoboken New
Jersey.
Melin, E. (1923): Experimentelle Untersuchungen über die Konstitution und Ökologie
der Mykorrhizen von Pinus silvestris L. und Picea abies (L.). Gustav Fischer Verlag.
Jena.
Literaturverzeichnis
55
Merckx, V. u. Bidartondo, M. I. (2008): Breakdown and delayed cospeciation in the
arbuscular mycorrhizal mutualism. Proceedings. Biological sciences 275
(1638): 10291035.
Merckx, V. S.F.T. (2013): Mycoheterotrophy. The Biology of Plants Living on Fungi.
Springer. New York, NY. 28 S.
Molina, R. u. Trappe, J. M. (1982): Lack of mycorrhizal specifity by the Ericaceous
hosts Arbutus Menziesii and Arctostaphylos uva-ursi. New Phytologist 90 (3): 495
509.
Muthukumar, T. u. Prabha, K. (2013): Arbuscular mycorrhizal and septate endophyte
fungal associations in lycophytes and ferns of south India. Symbiosis 59 (1): 1533.
Newman, E. I.; Eason, W. R.; Eissenstat, D. M. u. Ramos, M. I. R. F.
(1992): Interactions between plants. The role of mycorrhizae. Mycorrhiza 1 (2): 47
53.
O'Brien, T. P. (1963): The Morphology and Growth of Pteridium aquilinum var.
esculentum (Forst.) Kuhn. Annals of Botany 27 (2): 253267.
Ogura, Y. (1938): Handbuch der Pflanzenanatomie. Anatomie der Vegetationsorgane
der Pteridophyten. Gebrüder Borntraeger. Berlin.
Parniske, M. (2008): Arbuscular mycorrhiza. The mother of plant root
endosymbioses. Nature reviews. Microbiology 6 (10): 763775.
Peterson, R. L. u. Massicotte, H. B. (2004): Exploring structural definitions of
mycorrhizas, with emphasis on nutrient-exchange interfaces. Canadian Journal of
Botany 82 (8): 10741088.
Peyronel, B.; Fassi, B.; Fontana, A. u. Trappe, J. M. (1969): Terminology of
Mycorrhizae. Mycologia 61 (2): 410.
Phillips, J. M. u. Hayman, D. S. (1970): Improved procedures for clearing roots and
staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of
infection. Transactions of the British Mycological Society 55 (1)
Piche, Y.; Ackerley, C. A. u. Peterson, R. L. (1986): Structural characteristics of
Ectendomycorrhizas synthesized between roots of Pinus Resinosa and the E-strain
fungus, Wilcoxina Mikolaevar. Mikolae. New Phytologist 104 (3): 447452.
Pirozynski, K. A. (1981): Interactions between fungi and plants through the ages.
Canadian Journal of Botany 59 (10): 18241827.
Pirozynski, K. A. u. Malloch, D. W. (1975): The origin of land plants. A matter of
mycotrophism. Bio Systems 6 (3): 153164.
Literaturverzeichnis
56
Polomski, J. u. Kuhn, N. (1998): Wurzelsysteme. Haupt. Bern. 290 S.
PPG 1 (2016): A community-derived classification for extant lycophytes and ferns.
Journal of Systematics and Evolution 54 (6): 563603.
Probst, W. (1986): Biologie der Moos- und Farnpflanzen. Quelle & Meyer.
Heidelberg. 333 S.
Rath, M.; Grolig, F.; Haueisen, J. u. Imhof, S. (2014): Combining microtomy and
confocal laser scanning microscopy for structural analyses of plant-fungus
associations. Mycorrhiza 24 (4): 293300.
Read, D. J. (1991): Mycorrhizas in ecosystems. Experientia 47 (4): 376391.
Read, D. J.; Ducket, J. G.; Francis, R.; Ligron, R. u. Russell, A. (2000): Symbiotic
fungal associations in 'lower' land plants. Philosophical transactions of the Royal
Society of London. Series B, Biological sciences 355 (1398)
Redecker, D. (2000): Glomalean Fungi from the Ordovician. Science 289
(5486): 19201921.
Remy, W.; Taylor, T. N.; Hass, H. u. Kerp, H. (1994): Four hundred-million-year-old
vesicular arbuscular mycorrhizae. Proceedings of the National Academy of Sciences
91 (25): 1184111843.
Rillig, M. C. u. Mummey, D. L. (2006): Mycorrhizas and soil structure. The New
phytologist 171 (1): 4153.
Robinson, D. u. Fitter, A. (1999): The magnitude and control of carbon transfer
between plants linked by a common mycorrhizal network. Journal of Experimental
Botany 50 (330): 913.
Sauerhoff, F. (2000): Pflanzennamen im Vergleich. Dissertation. Westfälischen
Wilhelms-Universität Münster.
Schaede, R. (1962): Die pflanzliche Symbiose. Gustav Fischer Verlag. Stuttgart.
Schmidt, A. (2010): Begriffsbestimmung von Symbiosen und Mutualismen.
Schüßler, A. (2000): Glomus claroideum forms an arbuscular mycorrhiza-like
symbiosis with the hornwort Anthoceros punctatus. Mycorrhiza 10 (1): 1521.
Schüßler, A. (2009): Struktur, Funktion und Ökologie der arbuskulären Mykorrhiza.
Rundgespräch der Komission für Ökologie "Ökologische Rolle von Pilzen" (37): 97
108.
Literaturverzeichnis
57
Schüβler, A.; Schwarzott, D. u. Walker, C. (2001): A new fungal phylum, the
Glomeromycota. Phylogeny and evolution. Mycological Research 105 (12): 1413
1421.
Smith, A. R.; Pryer, K. M.; Schuettpelz, E.; Korall, P.; Schneider, H. u. Wolf, P. G.
(2006): A Classification for Extant Ferns. Taxon 55 (3): 705.
Smith, F. A. u. Smith, S. E. (1997): Tansley Review No. 96. Structural diversity in
(vesicular)-arbuscular mycorrhizal symbioses. New Phytologist 137 (3): 373388.
Smith, S. E.; Facelli, E.; Pope, S. u. Andrew Smith, F. (2010): Plant performance in
stressful environments. Interpreting new and established knowledge of the roles of
arbuscular mycorrhizas. Plant and Soil 326 (1-2): 320.
Smith, S. E. u. Read, D. J. (2008): Mycorrhizal symbiosis. Elsevier/Academic Press.
Amsterdam, Boston. 16 S.
Spatafora, J. W.; Chang, Y.; Benny, G. L.; Lazarus, K.; Smith, M. E.; Berbee, M. L.;
Bonito, G.; Corradi, N.; Grigoriev, I.; Gryganskyi, A.; James, T. Y.; O'Donnell, K.;
Roberson, R. W.; Taylor, T. N.; Uehling, J.; Vilgalys, R.; White, M. M. u. Stajich, J. E.
(2016): A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on
genome-scale data. Mycologia 108 (5): 10281046.
Stahl, M. (1949): Die Mycorrhiza der Lebermoose mit besonderer Berücksichtigung
der thallosen Formen. Planta (37): 103148.
Trappe, J. M. (1987): Phylogenetic and ecologic aspects of mycotrophy in the
angiosperms from an evolutionary standpoint. Ecophysiology of VA Mycorrhizal
Plants: 525.
Trappe, J. M. (2005): A.B. Frank and mycorrhizae. The challenge to evolutionary and
ecologic theory. Mycorrhiza 15 (4): 277281.
Tryon, R. M., JR. (1941): A Revision of the genus Pteridium. Contributions from the
Gray Herbarium of Harvard University (134): 1-31, 37-67.
Turnau, K.; Kottke, I. u. Oberwinkler, F. (1993): Element localization in mycorrhizal
roots of Pteridium aquilinum (L.) Kuhn collected from experimental plots treated with
cadmium dust. New Phytologist 123 (2): 313324.
van Beneden, P. J. (1876): Die Schmarotzer der Thierreichs. F.A. Brockhaus.
Leipzig.
Vouk, V. (1926): Grundriss zu einer physiologischen Auffassunf der Symbiose.
Zeitschrift für wissenschaftliche Biologie. Abteilung E. Planta 2 (4/5): 661668.
Literaturverzeichnis
58
Wang, B. u. Qiu, Y.-L. (2006): Phylogenetic distribution and evolution of mycorrhizas
in land plants. Mycorrhiza 16 (5): 299363.
Watt, A. S. (1940): Contributions to the Ecology of Bracken (Pteridium aquilinum). I.
The Rhizom. New Phytologist 39 (4): 401422.
Watt, F.; Grime, G. W.; Brook, A. J.; Gadd, G. M.; Perry, C. C.; Pearce, R. B.;
Turnau, K. u. Watkinson, S. C. (1991): Nuclear microscopy of biological specimens.
Nuclear Instruments and Methods in Physics Research Section B: Beam Interactions
with Materials and Atoms 54 (1-3): 123143.
Webster, B. D. u. Steeves, T. A. (1958): Morphogenesis in Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn - General Morphology and Growth Habit. Phytomorphology 8 (30): 3041.
Whitehead, S. J. u. Digby, J. (1997): The morphology of bracken (Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn) in the North York Moorsa comparison of the mature stand and
the interface with heather (Calluna vulgaris (L.) Hull) 2. The rhizome. Annals of
Applied Biology 131 (1): 117131.
Wubet, T.; Weiß, M.; Kottke, I. u. Oberwinkler, F. (2003): Morphology and molecular
diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in wild and cultivated yew (Taxus baccata ).
Canadian Journal of Botany 81 (3): 255266.
Zhang, Y.; Guo, L.-D. u. Liu, R.-J. (2004): Arbuscular mycorrhizal fungi associated
with common pteridophytes in Dujiangyan, southwest China. Mycorrhiza 14 (1): 25
30.
Zhi-wei, Z. (2000): The arbuscular mycorrhizas of pteridophytes in Yunnan,
southwest China. Evolutionary interpretations. Mycorrhiza 10 (3): 145149.
Abbildungs- und Tabellenverzeichnis
59
7. Abbildungs- und Tabellenverzeichnis
Abb. 1-1: Die AM-Besiedlungsmuster nach Dickson (2004)
S. 12
Abb. 1-2: Übersicht der PPG I-Systematik der Tracheophyta (PPG 1 2016) S. 14
Abb. 2-1: Adlerfarn und Habitat (eigene Aufnahmen) S. 20
Abb. 3-1: Morphologie des Rhizoms von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn S. 29
Abb. 3-2: Morphologie der Knospen und Wurzen von Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn S. 30
Abb. 3-3: Rhizom- und Blattstielquerschnitt von Pteridium aquilinum
(L.) Kuhn S. 31
Abb. 3-4: Wurzelquerschnitt von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn,
Paraffindünnschnitt (15 µm), ungefärbt S. 32
Abb. 3-5: Wurzelquerschnitte von Pteridium aquilinum (L.) Kuhn,
Paraffindünnschnitte (15 µm), Ölrot- und Phloroglucinfärbung S. 33
Abb. 3-6: Quetschpräparate mit Trypanblaufärbung der Wurzeln von
Pteridium aquilinum (L.) Kuhn S. 35
Abb. 3-7: Quetschpräparate mit Trypanblaufärbung der Wurzeln von
Pteridium aquilinum (L.) Kuhn S. 36
Abb. 3-8: Wurzelquer- und Längsschnitte mit Toluidinblaufärbung
einer dünneren (Ø 0,5 mm) Wurzel von Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn, Unicryl
TM
-Semidünnschnitte (4 µm) S. 37
Abb. 3-9: Wurzelquer- und Längsschnitte mit Toluidinblaufärbung
einer dünneren (Ø 0,5 mm) Wurzel von Pteridium aquilinum (L.)
Kuhn, Unicryl
TM
-Semidünnschnitte (4 µm) S. 38
Abb. 3-10: Wurzellängschnitt, KLSM-Aufnahmen mit Calcofluor- (grau)
und Alexa Fluor- (orangerot) Färbung von Pteridium aquilinum
(L.) Kuhn S. 40
Tab. 1-1: Eigenschaften der wichtigsten Mykorrhizatypen nach Smith
und Read (2008) S. 7
Tab. 3-1: Quantitative Mykorrhizabesiedlung Standort 1 S. 34
Tab. 3-2: Quantitative Mykorrhizabesiedlung Standort 2 S. 35
Tab. 3-3: Quantitative Mykorrhizabesiedlung beider Standorte ohne
Fehlproben S. 35
Abkürzungsverzeichnis
60
8. Abkürzungsverzeichnis
% = Prozent
(L.) = Erstbeschreibung: Carl von Linné
°C = Grad Celsius
µl = Mikroliter
µm = Mikrometer
Ø = Querschnitt
3-D = dreidimensional
Abb. = Abbildung
bidest. = zweifach destilliert
dest. = einfach destilliert
bzw. = beziehungsweise
ca. = circa
cm = Zentimeter
et al. = et alii (und andere)
g = Gramm
HeNe = Helium-Neon
konz. = konzentriert
lat. = lateinisch
m = Meter
m
2
= Quadratmeter
min = Minute
ml = Milliliter
mm = Millimeter
mMol = Millimolar
nm = Nanometer
s. = siehe
Std. = Stunde
Tab. = Tabelle
tert. = tertiär
UV = Ultraviolettstrahlung
vgl. = vergleiche
z.B. = zum Beispiel
Danksagung
61
9. Danksagung
Ich danke:
Meiner Familie für die moralische und materielle Unterstützung während meines
gesamten Studiums.
Dr. Stephan Imhof für die Aufnahme in der Arbeitsgruppe und die Betreuung
während meiner Abschlussphase.
Der gesamten Arbeitsgruppe Spezielle Botanik für die tolle Zusammenarbeit bei
Problemen und die schöne Atmosphäre. In besonderer Weise Katharina Dörr, die
immer eine Antwort auf meine Fragen wusste, Magnus Rath für die fachliche
Kompetenz bei sämtlichen Methoden und Benjamin Feller für seine Einführung in die
KLSM.
Den Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter des Botanischen Garten Marburgs für die
Bereitstellung von Pflanzen- und Arbeitsmaterial.
Rahel und Jana, die mich die restlichen Monate und auch die Zeit davor in der WG
ertragen mussten.
In besonderer Weise Michi für ihren seelischen Beistand und ihre aufbauende
Motivation im letzten Jahr.
Eigenständigkeitserklärung
62
10. Eigenständigkeitserklärung
Ich erkläre hiermit, dass ich die vorliegende Bachelorarbeit mit dem Titel
Morphologisch-anatomische Untersuchungen zur Mykorrhiza von Pteridium
aquilinum (L.) Kuhn (Dennstaedtiaceae) selbstständig angefertigt und mich dabei
keiner anderen als der von mir bezeichneten Quellen und Hilfen bedient habe.
Marburg an der Lahn, _________________ _________________
Henning Sack
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Article
Full-text available
Zygomycete fungi were classified as a single phylum, Zygomycota, based on sexual reproduction by zygospores, frequent asexual reproduction by sporangia, absence of multicellular sporocarps, and production of coenocytic hyphae, all with some exceptions. Molecular phylogenies based on one or a few genes did not support the monophyly of the phylum, however, and the phylum was subsequently abandoned. Here we present phyloge-netic analyses of a genome-scale data set for 46 taxa, including 25 zygomycetes and 192 proteins, and we demonstrate that zygomycetes comprise two major clades that form a paraphyletic grade. A formal phylogenetic classification is proposed herein and includes two phyla, six subphyla, four classes and 16 orders. On the basis of these results, the phyla Mucoromycota and Zoopago-mycota are circumscribed. Zoopagomycota comprises Entomophtoromycotina, Kickxellomycotina and Zoopa-gomycotina; it constitutes the earliest diverging lineage of zygomycetes and contains species that are primarily parasites and pathogens of small animals (e.g. amoeba, insects, etc.) and other fungi, i.e. mycoparasites. Mucor-omycota comprises Glomeromycotina, Mortierellomy-cotina, and Mucoromycotina and is sister to Dikarya. It is the more derived clade of zygomycetes and mainly consists of mycorrhizal fungi, root endophytes, and decomposers of plant material. Evolution of trophic modes, morphology, and analysis of genome-scale data are discussed.
Article
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We have counted the currently known, described and accepted number of plant species as ca 374,000, of which approxi-mately 308,312 are vascular plants, with 295,383 flowering plants (angiosperms; monocots: 74,273; eudicots: 210,008). Global numbers of smaller plant groups are as follows: algae ca 44,000, liverworts ca 9,000, hornworts ca 225, mosses 12,700, lycopods 1,290, ferns 10,560 and gymnosperms 1,079. Phytotaxa is currently contributing more than a quarter of the ca 2000 species that are described every year, showing that it has become a major contributor to the dissemination of new species discovery. However, the rate of discovery is slowing down, due to reduction in financial and scientific support for fundamental natural history studies.
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The genus Voyira comprises 19 achlorophyllous, mycotrophic species with reduced cormi. Roots of Voyria obconica are up to 1 cm long, 1-1.5 mm thick, succulent, brittle and radiate from the shoot base, forming a star-shaped root system. In cross section the central cylinder consists of up to 10 central vessels, surrounded by some parenchymatous cells, 5 to 7 strands of phloem and a pericycle. The cell walls of the anatomically inconspicuous endodermis are characterised by a faint suberin lamella. The cortex is divided into an inner cortex, with 3 to 5 layers of longitudinally elongated cells and a multilayered outer cortex, comprising isodiametric cells. The 2-3 cell layers of the dermal tissue also show a faint suberin lamella within their thickened cell walls. Non-parasitic, achlorophyllous plants need symbiotic interactions with mycorrhizal fungi. In V. obconica the exclusively intracellular hyphae of a single mycorrhizal fungus grows after penetration of the dermal tissue straight towards the inner cortex. Within the inner cortex the hyphae proceed parallel to the central cylinder. Branches of these straight inner cortex hyphae then colonize the outer cortex, where they form coils, swell, and eventually degenerate to amorphous clumps. Similarities and differences in root structure and mycorrhiza to the closely related Voyria tenella are elucidated. Arguments are given to call this association a special form of a Paris-type arbuscular mycorrhiza. The ecological significance of the revealed mycorrhizal compartmentation is discussed.
Article
Pteridum aquilinum var. esculentum has three main types of shoot; long, transitional, and short. All bear leaves and the shoot types are distinguishable from one another only by the length of the internodes. The shoot structure is plastic, and each type may convert into either of the other types if subjected to an appropriate environmental stimulus. Long shoots contribute about 50 per cent. of the shoot length and grow all the year round with peaks of activity in autumn and spring. Short and transitional shoots grow only in the autumn and winter period. Frond buds appear macroscopically on the rhizome in spring and summer but do not elongate rapidly till autumn and winter. Fronds emerge in early spring and continue to emerge till autumn. Some survive for two summers, but the majority survive only one summer and are killed by the autumn and winter frosts.