ArticlePDF Available

Chronic bee paralysis and sacbrood: Virus infections not associated with other bee diseases

Authors:

Abstract

Chronic bee paralysis virus (CBPV) and sacbrood virus (SBV) belong to the group of viruses that were first isolated from the honey bee, Apis mellifera. The spread of Varroa destructor all over the world attracted the attention of the vast majority of scientists and beekeepers to viruses which were proved to be the main cause of bee death in colonies infested by this mite. The mite is a vector of these viruses and an activator of their unapparent infections. Some viruses are also associated with another bee pathogen: Nosema spp. CBPV and SBV are common infections in honey bee colonies, which develop independently of other bee pathogens/disorders and can cause overt diseases: chronic bee paralysis and sacbrood. The symptoms are often very similar to those of other serious threats to bee colonies. This paper draws attention to these symptoms (illustrated by photographs), as well as to the ways of spreading, diagnosis, control and prevention of diseases caused by CBPV and SBV.
Med. Weter. 2014, 70 (12) 729
Artykuł przeglądowy Review
Wirusy pszczele stanowią bardzo poważne zagrożenie
dla zdrowia rodzin pszczoły miodnej (Apis mellifera).
Pierwsze wirusy zostały wyizolowane od tego owada
dopiero na początku drugiej połowy XX w. Szersze
zainteresowanie naukowców oraz pszczelarzy wiru-
sami pszczelimi wiązało się z odkryciem, że niektóre
z wirusów są główną przyczyną ginięcia rodzin pszcze-
lich zaatakowanych przez roztocza Varroa destructor.
Ostatnie trzy dekady przyniosły (głównie dzięki roz-
wojowi i popularyzacji biologii molekularnej) znaczne
poszerzenie wiedzy na temat patogenezy, epidemiologii
i szerzenia zakażeń wirusowych pszczół. Pojawiły się
nowe metody diagnostyczne, a wśród nich jeszcze
testowana i udoskonalana, oparta na mikromacierzach
(26). Można dzięki niej wykrywać w jednym badaniu
wszystkie patogeny pszczele z niezwykłą dokładnością.
Olbrzymia większość badań dotyczy jednak wirusów
namnażających się intensywnie tylko w przy silnej in-
wazji Varroa destructor w rodzinie. Niektóre zakażenia
wirusowe rozwijają sie efektywnie jedynie u pszczół
zakażonych mikrosporidiami z rodzaju Nosema.
Natomiast wirus chronicznego paraliżu pszczół (CBPV)
oraz wirus choroby woreczkowej czerwiu (SBV) mogą
namnażać się intensywnie w rodzinach pszczelich
niezależnie o innych patogenów/chorób pszczelich,
a czynnikami prowadzącym do pojawienia się objawów
są warunki środowiska. Niektóre objawy wywoływane
przez te wirusy mogą nasuwać podejrzenie wystąpienia
innych problemów zdrowotnych w pasiece i sprawiać
znaczne kłopoty diagnostyczne.
Chroniczny paraliż pszczół
Etiologia choroby. Choroba wywoływana jest przez
wirus chronicznego paraliżu pszczół (chronic bee pa-
ralysis virus – CBPV, dawniej CPV). Był to pierwszy
wyizolowany (w 1963 r.) i scharakteryzowany wirus
pszczoły miodnej (12). Występuje w postaci cząstek
o kształcie anizometrycznym (przeważnie elipsoidal-
nym), które można podzielić na cztery klasy: o dłu-
gości 30, 40, 50 i 65 nm. Szerokość poszczególnych
cząstek jest stała i wynosi 20 nm (4). Genom wirusa
chronicznego paraliżu jest dicistronowy (21). CBPV ma
materiał genetyczny w postaci pięciu pojedynczych nici
kwasu rybonukleinowego (37) o dodatniej polarności
(ss RNA (+)). Dwie z nich są dłuższe i bardziej zakaźne
od pozostałych (6). Poszczególne wiriony zawierają po-
jedyncze białko kapsydu o masie 23,5 kDa oraz łańcuch
nukleotydowy odpowiadający jednej lub większej licz-
bie nici. Mimo iż poznano całkowitą sekwencję nukle-
otydów dwóch fragmentów genomu (RNA1 –3674 nt,
Chroniczny paraliż pszczół i choroba woreczkowa
czerwiu – zakażenia wirusowe Apis mellifera
rozwijające się niezależnie od innych chorób
URSZULA GRZĘDA*, ANNA GAJDA, GRAŻYNA TOPOLSKA
Pracowania Chorób Owadów Użytkowych, Katedra Patologii i Diagnostyki Weterynaryjnej,
Wydział Medycyny Weterynaryjnej, Szkoła Główna Gospodarstwa Wiejskiego w Warszawie,
ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa
Otrzymano 07.05.2014 Zaakceptowano 20.08.2014
Grzęda U., Gajda A., Topolska G.
Chronic bee paralysis and sacbrood: Virus infections not associated with other bee diseases
Summary
Chronic bee paralysis virus (CBPV) and sacbrood virus (SBV) belong to the group of viruses that were rst
isolated from the honey bee, Apis mellifera. The spread of Varroa destructor all over the world attracted the
attention of the vast majority of scientists and beekeepers to viruses which were proved to be the main cause
of bee death in colonies infested by this mite. The mite is a vector of these viruses and an activator of their
unapparent infections. Some viruses are also associated with another bee pathogen: Nosema spp. CBPV and SBV
are common infections in honey bee colonies, which develop independently of other bee pathogens/disorders and
can cause overt diseases: chronic bee paralysis and sacbrood. The symptoms are often very similar to those of
other serious threats to bee colonies. This paper draws attention to these symptoms (illustrated by photographs),
as well as to the ways of spreading, diagnosis, control and prevention of diseases caused by CBPV and SBV.
Keywords: chronic bee paralysis virus, sacbrood virus, Apis mellifera
Med. Weter. 2014, 70 (12)730
RNA2 –2305 nt), nie ustalono jeszcze dokładnej pozycji
logenetycznej wirusa (21). Sugeruje się, żeby go uznać
za prototyp nowej grupy RNA wirusów (36). Wirus ten
jest patogenny przede wszystkim dla dorosłych osob-
ników Apis mellifera.
Drogi szerzenia zakażenia. Najczęściej infekcja ma
przebieg skryty, jednak przy osłabieniu odporności ro-
dziny może prowadzić do wystąpienia objawów choro-
bowych. Znane są dwie możliwe drogi wnikania wirusa
do organizmu owada. Przeprowadzone badania wyka-
zały, że mimo iż możliwe jest zakażenie alimentarne,
największe znaczenie dla rozwoju infekcji ma wniknię-
cie wirusa wprost do hemolimfy (48). Doświadczalnie
najwięcej wirusa izolowano od pszczół przetrzymywa-
nych w temperaturze 30°C. W temperaturze wynoszącej
35°C, mimo iż wirus wolniej się namnażał, pszczoły
żyły krócej (3). Więcej wirusa otrzymywano od pszczół
strażniczek niż od zbieraczek i trutni. CBPV wykazuje
tropizm do wielu tkanek gospodarza, ale głównie lo-
kalizuje się w tkance nerwowej i jelicie cienkim (13).
W cytoplazmie nabłonka tych ostatnich można stwier-
dzić obecność małych, zasadochłonnych granulek.
to ciałka wtrętowe, nazwane ciałkami Morisona (28).
W warunkach naturalnych patogen szerzy się głównie
przez ranki powstałe po wyłamanych włoskach (7), ale
także z pyłkiem, miodem oraz kałem chorych osobni-
ków (43). Sytuacja taka ma miejsce, kiedy w trakcie
aktywnego sezonu pszczoły zbieraczki zbyt długo za-
trzymane są w ulu, najczęściej podczas nagłej długiej
przerwy w pożytku (zimna, deszczowa pogoda, ale
także susza, długie okresy bezpożytkowe), jak również
przy przepszczeleniu terenu (1, 7, 9). W sprzyjających
wirusowi warunkach dochodzi do szybkiego jego
rozprzestrzeniania i do rozwoju choroby (9). Choroba
dotyka prawie wyłącznie osobniki dorosłe, choć obec-
ność wirusa potwierdzono niezależnie od pory roku we
wszystkich stadiach rozwojowych pszczoły miodnej
(40).Wyjątkowo, przy silnie zakażonych rodzinach,
obserwowano także zamieranie poczwarek pod koniec
ich rozwoju (8).
Objawy choroby. Objawy kliniczne chronicznego
paraliżu od dawna były znane pszczelarzom. Olbrzymie
(29) straty pszczół, obserwowane na wyspie White na
początku XX w. („Isle of White disease”), powstały
prawdopodobnie przy udziale nieznanego wówczas
CBPV (17). Ponieważ pierwsze odnotowanie objawów
zbiegło się z odkryciem świdraczka pszczelego (Acarpis
woodi) – roztocza, który szerzy się w podobnych
warunkach jak CBPV, początkowo zaobserwowane
zmiany przypisywano działalności tego roztocza. CBPV
powoduje dwa zespoły objawów, w obu przypadkach
prowadzących do śmierci. Choć mogą występować one
jednocześnie, to jeden z nich zawsze dominuje. Rodzaj
syndromu, który wystąpi u pszczoły uwarunkowany jest
jej genotypem (4).
Syndrom I: Znany jest naukowcom oraz pszczela-
rzom od przeszło stu lat. Objawy wynikają z aktywnego
namnażania się wirusa w tkance nerwowej owadów, do
której wirus ma największe powinowactwo. Osobniki
dotknięte chorobą wykazują nienaturalne drżenia
skrzydeł i ciała, jak również różnego rodzaju poraże-
nia, przez co tracą zdolność do lotu. Początkowo chore
pszczoły skupiają się w cieplejszych miejscach w ulu,
później, jako bezużyteczne są wyrzucane na zewnątrz.
Zdezorientowane robotnice pełzają po ziemi lub wspi-
nają się na źdźbła traw (ryc. 1). Ich wole miodowe
jest silnie wypełnione pokarmem (ryc. 2), odwłok roz-
ciągnięty (co może przypominać objawy nosemozy),
a skrzydła często rozstawione na boki. Ruchy pszczół
są chwiejne i nieskoordynowane (objawy występujące
także przy zatruciach). Postępujący paraliż powodu-
je, że pszczoły w niedługim czasie od wystąpienia
objawów umierają. Dotyczyć to może pojedynczych
pszczół, ale nierzadko pszczoły zamierają masowo (4).
Największe ilości wirusa występują przy tej postaci cho-
roby w wypełnionym wolu miodowym oraz gruczołach
ślinowych.
Ryc. 1. Chroniczny paraliż pszczół; wspinająca się na źdźbło
trawy porażona pszczoła o rozciągniętym odwłoku i rozpo-
startych skrzydłach (I syndrom)
Ryc. 2. Chroniczny paraliż pszczół: pełzające w trawie wyły-
siałe pszczoły (II syndrom)
Med. Weter. 2014, 70 (12) 731
Syndrom II: Nazwany jest chorobą „czarnych rabu-
siów”, która to nazwa dobrze opisuje objawy kliniczne.
Chore robotnice początkowo mogą latać, stopniowo tra-
owłosienie. Stają się prawie czarne (jeśli mają ciemną
kutykulę) i błyszczące, jakby nasmarowane tłuszczem
(9) (ryc. 2). Wyglądają na mniejsze, smuklejsze.
atakowane przez pszczoły z własnej rodziny i nie
wpuszczane przez strażniczki do ula (objawy w tym
przypadku są podobne do zatrucia spadzią). Pszczoły
takie krążą wokół wylotka, usiłując dostać się do środ-
ka. To sprawia wrażenie, jakby próbowały rabować
pokarm. Z czasem dołączają się objawy niezborności
i paraliżu prowadzące do śmierci (już po kilku dniach
od wystąpienia objawów).
Do upadku całej rodziny dochodzi najczęściej
w środku lata. W ulu pozostaje jedynie matka i garst-
ka świeżo wygryzionych pszczół. CBPV uznany jest
za przyczynę znacznych strat rodzin pszczelich (16).
Zarażone rodziny są często uważane przez pszczelarzy
za zdrowe, choć zdarza się, że z powodu chronicznego
paraliżu ginie w nich wiele pszczół (13).
Występowanie CBPV w środowisku. Dopiero
stosunkowo niedawno wykryto obecność CBPV poza
środowiskiem ula. Przy pomocy RT-PCR udało się
stwierdzić wysokie miana wirusa u dwóch gatunków
mrówek (Camponotus vagus, Formica rufa). Wysunięto
przypuszczenie, że mrówki zarażają się wirusem, spo-
żywając zakażone pszczoły. Genom wirusa chronicz-
nego paraliżu, choć w mniejszej ilości, zaleziono także
u Varroa destructor (22). Zakażone mrówki i roztocza
nie wykazują objawów, ale wirus może się w nich
aktywnie replikować. W obu przypadkach wykryto
ujemną nić RNA. Synteza nici o takiej orientacji może
być przeprowadzana tylko i wyłącznie w organizmie
gospodarza podczas powielania cząstek wirusowych.
Sprawdzono i porównano specykę sekwencji gospo-
darzy i CBPV. Były one homologiczne blisko w 100%.
Zasugerowano, że zarówno mrówki, jak i roztocza mogą
być rezerwuarem wirusa w środowisku. V. destructor
odżywia się hemolimfą pszczół, więc jest prawdopo-
dobne, że jest to nowa droga transmisji wirusa. Według
Ball i Allena (15) nie było jednak doniesień o powią-
zaniach między wybuchem objawów chronicznego
paraliżu pszczół a inwazją V. destructor, mimo iż ko-
egzystencja obu patogenów w rodzinie pszczelej jest
częsta. Według innych autorów udział V. destructor
w rozprzestrzenianiu zakażenia CBPV, jeżeli w ogóle
istnieje, jest znikomy (39). Transmisja wirusa między
pszczołami a mrówkami nie została jeszcze udowod-
niona (22).
CBPV jest szeroko rozpowszechniony na świecie.
Izolowano go od pszczół na wszystkich kontynentach
z wyjątkiem Ameryki Południowej (1). We Francji
stwierdzono go w 28% badanych pasiek niewykazu-
jących objawów (45), a ostatnie badania potwierdziły
jego obecność w 90% pasiek zachodniej Francji (34).
Występowanie CBPV w Polsce również zostało po-
twierdzone (1). Wirus został stwierdzony testem AGID
w martwych pszczołach z 5 na dziewięć badanych
pasiek, w których pszczelarze nie zaobserwowali ob-
jawów choroby (46), głównie w próbkach zebranych,
w maju i czerwcu. Przy badaniu testem RT-PCR osypów
zimowych z pasiek rodzin o dużych stratach CBPV
stwierdzono w 7,5% rodzin (38).
Rozpoznawanie. Diagnostyka zakażeń opierała
się przez wiele lat przede wszystkim na obserwacji
objawów klinicznych (w chorych rodzinach i podczas
prób biologicznych), teście immunodyfuzji w żelu
agarozowym (AGID), przy zastosowaniu surowicy
diagnostycznej (13, 42). Test AGID jest stosunkowo
mało czuły, ale wykrywa infekcje na tyle nasilone, aby
doprowadzić do śmierci indywidualnych osobników.
Obecnie możliwe jest wykrywanie obecności wirusa
przy użyciu RT-PCR (21, 44). Do badania powinny być
pobierane pszczoły sprzed wylotka ula (zbieraczki),
ponieważ są one zakażone w znacznie większym stop-
niu niż pszczoły pobrane z ula (20). RT-PCR wykrywa
nawet nieznaczne, niemające praktycznego znaczenia
zakażenia, dlatego, aby ocenić stopień nasilenia infekcji
należy wykonać ilościowy real-time RT-PCR (20, 41).
Jest on jednak zbyt drogi, aby mógł być stosowany
w diagnostyce dla potrzeb pszczelarzy.
Zwalczanie. Zwalczanie infekcji polega głównie na
niedopuszczaniu do sytuacji, w której zbieraczki po-
zostają niezatrudnione w ulu przez długi czas. Należy
zadbać, by pszczoły zawsze miały pożytek, szczególnie
na terenach, gdzie choroba występuje endemicznie.
Można w tym celu wozić pszczoły na pożytki lub sadzić
w pobliżu pasieki odpowiednie rośliny. Matka w chorej
rodzinie powinna zostać wymieniona na młodą, dobrze
czerwiącą, ale z hodowli niezbyt oddalonej geogra-
cznie. Należy też oczywiście unikać przepszczelenia
terenu. Nie jest jeszcze dostępny komercyjny lek, który
likwidowałby zakażenia wirusowe w rodzinach pszcze-
lich, jednakże niektóre ośrodki badawcze wiążą dużą
nadzieję z zastosowaniem interferencji RNA (RNAi)
do wyciszania infekcji wirusowej, nad czym badania
zastały zapoczątkowane w pracy z izraelskim wirusem
ostrego paraliżu pszczół (32).
Cząstka towarzysząca wirusowi chronicznego
paraliżu pszczół (Chronic paralysis satelite virus
CBPSV, dawniej CPVA Chronic paralysis virus
associate). Ten satelitarny wirus został odkryty przez
Baileya w 1976 r. i jest pierwszym, dobrze udokumen-
towanym przykładem tego typu wirusa u owadów. Jego
mała cząstka, wielkości 17 nm, o izometrycznym kształ-
cie, posiada jedno białko kapsydu (13). Genom stanowią
trzy pojedyncze nici ssRNA, a ich budowa jest podobna
do tych występujących u wirusa chronicznego paraliżu
(37). Serologicznie CBPSV nie jest związany z CBPV,
ale często występuje łącznie z nim przy naturalnych
zakażeniach (13). Wykazano, że CBPSV wpływa ogra-
niczająco na zdolności namnażania CBPV, a w szcze-
gólności hamuje replikację najdłuższych, najbardziej
zakaźnych cząstek. Jak udowodniono, występowanie
CBPSV jest całkowicie zależne od występowania
Med. Weter. 2014, 70 (12)732
CBPV (18). Nigdy nie udało się wyizolować CBPSV od
pszczół niezakażonych wirusem chronicznego paraliżu
lub w połączeniu z innymi wirusami (6).
Choroba woreczkowa czerwiu pszczelego
Etiologia choroby. Mimo chorobę opisano po
raz pierwszy w 1913 r., a 4 lata później ustalono, że
przyczyną jest czynnik przesączalny (47), sam wirus
choroby woreczkowej czerwiu (sacbrood virus – SBV)
został wyizolowany i scharakteryzowany dopiero
w 1964 r. (11). Pełną sekwencję genomu wirusa, li-
czącą pięć łańcuchów nukleotydowych opublikowano
w 1999 r. (25). Na świecie występują co najmniej trzy
różne genotypy SBV (27), a rozpowszechnienie wirusa
jest duże, mało wiadomo jednak na temat jego zmien-
ności. Jest małym, okrągłym (kształt kubiczny, średnica
28 nm) RNA wirusem, zawierającym pojedynczą nić
o dodatniej polarności (35). Posiada trzy strukturalne
białka kapsydu: o masie cząsteczkowej 25, 28 oraz
31,5 kDa (5).
Dawniej wirus ten zaliczany był do Picornaviridae.
Tak jak one, ma jedną otwartą ramkę odczytu (ORF),
geny kodujące białka strukturalne usytuowane są w kie-
runku końca 5’ łańcucha nukleotydowego, a niestruk-
turalne w kierunku końca 3’, jednakże jego genom jest
dłuższy od genomu wirusów z rodziny Picornaviridae
(33). Obecnie ustalono, że SBV przynależy do nowo
utworzonego rodzaju Iavirus (Iaviridae), którego
gatunkiem modelowym jest wirus aszeriozy jedwab-
ników (Infectious acherie virus) (25).
Szerzenie zakażenia. SBV jest patogenny dla czer-
wiu, natomiast dorosłe osobniki są jedynie nosicielkami
wirusa. Dorosłe pszczoły zakażają się wirusem pod-
czas oczyszczania komórek z martwych, zakażonych
tym wirusem larw. U pszczół karmicielek głównym
miejscem lokalizacji SBV gruczoły gardzielowe.
W gruczołach tych wytwarzane jest mleczko pszczele
(pokarm młodego czerwiu oraz matki). U zakażonych
pszczół dochodzi do kontaminacji mleczka pszczelego
cząstkami wirusa, które wraz z pokarmem pobierane
przez larwy. Duże ilości wirusa znajdują się także
w pyłku, w którym patogen długo zachowuje zakaźność.
Mniej znaczące źródło zakażenia natomiast stanowi
nektar (14).
W normalnych warunkach zakażone pszczoły prze-
stają spożywać pyłek (5), szybko dochodzi u nich do
degeneracji gruczołów gardzielowych, które zmieniają
swoją funkcję i przestają wytwarzać mleczko pszczele
(10, 14). Pszczoły stają się zbieraczkami (głównie nek-
taru), ogranicza to drogi szerzenia infekcji, ponieważ
najbardziej podatne na zakażenie młode larwy odży-
wiają się wyłącznie mleczkiem pszczelim. Ponadto
zakażone larwy są szybko rozpoznawane przez pszczoły
i usuwane (z gniazda) poza ul. W sytuacji, gdy dochodzi
do zaburzenia podziału pracy w rodzinie (zbyt mało
karmicielek wczesną wiosną lub po długich okresach
bezpożytkowych), zainfekowane pszczoły kontynuują
karmienie czerwiu i może dojść do pojawienia sie ob-
jawów chorobowych. Najczęściej ustępują one samo-
istnie w ciągu lata (14), gdy dostępne są obte pożytki.
Jeżeli karmicielki zostaną zbieraczkami pyłku, stają
się źródłem zakażenia tego produktu. Papką miodo-
wo-pyłkową karmione są starsze larwy, które, choć są
zakażone, rozwijają się w pszczoły dorosłe, ale będące
nosicielkami SBV.
Wirus choroby woreczkowej może być w pewnym
stopniu przenoszony za pośrednictwem wektorów.
Wykazano, że SBV może replikować się w małym
chrząszczu ulowym (Aethina tumida). Miód, pyłek, lar-
wy i pszczoły są źródłem pożywienia dla tego szkodni-
ka. Oprócz bezpośredniego negatywnego wpływu na ro-
dziny pszczele może stanowić on dodatkowe zagrożenie
w postaci rezerwuaru wirusa (24). Ostatnio stwierdzono,
że w rodzinach, w których dzięki pewnej odporności
na warrozę wzrost populacji roztocza był ograniczo-
ny, poziom zakażenia SBV jesienią był niższy niż
w rodzinach niewykazujących takiej odporności (31).
Objawy choroby. Choć najbardziej podatne na za-
każenie są larwy w ciągu pierwszych dwóch dni życia,
to objawy kliniczne choroby rozwijają się u czerwiu
w stadium larwy wyprostowanej, czyli po zasklepieniu
komórki. Silnie namnożony wirus zaburza w tym okre-
sie mechanizm wydzielania chitynazy, enzymu odpo-
wiedzialnego za rozpuszczenie wewnętrznej warstwy
oskórka. Uniemożliwia to pozbycie się starego oskórka
podczas ostatniego linienia i przepoczwarzenie. Larwy
pozostają w pozycji wyprostowanej z głową zwróconą
w kierunku zasklepu komórki (ryc. 3). Pomiędzy no-
wym a starym oskórkiem gromadzi się płyn zawierający
ok. 1 mg wirusa. Chora larwa kształtem przypomina wo-
reczek wypełniony płynem (ryc. 4), stąd nazwa choroby.
Prawidłowe larwy są perłowobiałe, natomiast larwy
zamarłe w wyniku choroby woreczkowej zmieniają
barwę na żółtą. Z czasem ciemnieją (ryc. 5) i wysychają,
przekształcając się w łuski o kształcie gondoli (panto-
felka) (6) (ryc. 6). Najpierw następuje pociemnienie
głowy i części tułowiowej. Wówczas wygląd larwy
jest charakterystyczny dla choroby (8) (ryc. 7). Czerw
jest rozstrzelony, a zasklepy dziurkowane przez
Ryc. 3. Choroba woreczkowa: leżąca w otwartej przez pszczo-
ły komórce, chorobowo zmieniona larwa wyprostowana
(początkowy etap zmian)
Med. Weter. 2014, 70 (12) 733
pszczoły, które starają
się usunąć zamarłe larwy
z gniazda. Obraz może
przypominać zgnilec
amerykański lub zgnilec
europejski o przebiegu
powikłanym zakażeniem
wtórnym wytwarzający-
mi endospory bakteriami
Paenibacillus alvei (po-
dziurkowane zasklepy,
obecność zamarłych, po-
ciemniałych larw wypro-
stowanych). U dorosłych
pszczół zakażonych tym
wirusem obserwuje się
skrócenie życia (5).
Rozprzestrzenienie
zakażenia. Wirus jest
szeroko rozpowszechnio-
ny. W zachodniej Francji
stwierdzono go w 85%
badanych pasiek (34).
W Polsce został stwier-
dzony testem AGID
w martwych pszczołach z 5 na dziewięć badanych
pasiek, w których pszczelarze nie zaobserwowali ob-
jawów choroby (46), głównie w próbkach zebranych,
w kwietniu i maju.
Rozpoznawanie i zwalczanie. W rozpoznawaniu
zakażenia znalazły zastosowanie takie same metody,
jak w przypadku CBPV, tj. próba biologiczna (8) test
w żelu agarozowym (AGID) (14), RT-PCR (27), ilo-
ściowy real-time RT-PCR (19, 30).
Przy zwalczaniu choroby należy usunąć plastry ze
zmienionym czerwiem. Pomocna jest także wymiana
matki na młodą i zdrową. Powinno się także usunąć
z chorej rodziny pierzgę i zastąpić ją inną, pochodzącą
ze zdrowej rodziny. Ważne jest, aby zapewnić pszczo-
łom dobre pożytki, by rodzina mogła równomiernie się
rozwijać. Ponadto zatrudnienie zakażonych młodych
pszczół przy zbieraniu pożytków powoduje, że prze-
stają one karmić czerw, dzięki czemu zmniejsza się
liczba zakażanych larw. Nie należy pobudzać matki
do czerwienia po okresach braku pożytku, ponieważ
konieczność wykarmienia coraz liczniejszych larw
wymusza zatrudnienie do tego także pszczół będących
nosicielkami wirusa, które normalnie zostałyby już
zbieraczkami nektaru.
Znany jest podobny wirus u pszczoły wschodniej
(Apis cerana) chiński wirus choroby woreczkowej
(CSBV Chinese sacbrood virus), który nazywany
jest także tajskim lub koreańskim wirusem choroby
woreczkowej (TSBV Thai sacbrood virus, Korean
sacbrood virus) (2). Od SBV różni się on nieznacznie
długością genomu. Posiada również dodatkowe białko
strukturalne kapsydu. Tak jak SBV, jest chorobotwórczy
dla czerwiu (33).
Ryc. 4. Choroba woreczkowa:
wyciągnięta z komórki chora
larwa o wyglądzie przypomi-
nającym woreczek
Ryc. 5. Choroba woreczkowa: leżące w otwartych komórkach
zamarłe, brązowiejące larwy wyprostowane (dalszy etap
zmian). Widoczne podziurkowane przez pszczoły zasklepy
komórek z zamarłymi larwami
Ryc. 6. Choroba woreczkowa: łuski powstałe z wyschniętych,
zamarłych larw
Ryc. 7. Choroba woreczkowa: wyciągnięte z komórki, zmie-
nione chorobowo larwy o pociemniałym przednim odcinku
ciała
Med. Weter. 2014, 70 (12)734
Zarówno wirus chronicznego paraliżu pszczół, jak
i wirus choroby woreczkowej przyczyną proble-
mów zdrowotnych ujawniających się w trakcie sezonu
pszczelarskiego, ale nie stwierdzono, aby miały istotny
udział w masowym ginięciu rodzin pszczelich w okresie
zimowli, np. w CCD (Colony Collapse Disorder) (23).
Piśmiennictwo
1. Allen M., Ball B. V.: The incidence and world distribution of honey bee viruses.
Bee World 1996, 77 (3), 141-162.
2. Bailey L.: A strain of sacbrood virus from Apis cerana J. Invert. Path. 1982,
39, 264-265.
3. Bailey L.: Paralysis of honey bee Apis mellifera L. J. Invert. Pathol. 1965, 7,
132-140.
4. Bailey L.: Recent research on honeybee viruses. Bee World 1975, 56 (2),
55-64.
5. Bailey L.: The multiplication and spread of sacbrood virus of bees Ann. Appl.
Biol. 1969, 63, 483-491.
6. Bailey L.: Viruses attacking the honey bee, [w:] Lauffer M. A., Bang F. B.,
Maramorosch K., Smith K. M. (red.): Advances in Virus Research 1976, 20,
271-304.
7. Bailey L.: Viruses of honeybees. Bee World 1982, 63, 165-173.
8. Bailey L., Ball B. V.: Honey Bee Pathology. Academic Press, New York 1991,
s 14.
9. Bailey L., Ball B. V., Perry J. N.: Honey bee paralysis: it’s natural spread
and it’s diminished incidence in England and Wales. J. Apic. Res. 1983, 22,
191-195.
10. Bailey L., Fernando E. F. W.: Effects of sacbrood virus on adult honey-bees.
Ann. Appl. Biol. 1972, 72, 27-35.
11. Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D.: Sacbrood virus of the larval honey bee
(Apis mellifera Linnaeus). Virology 1964, 23, 425-429.
12. Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D.: Two viruses from adult honey bees (Apis
mellifera L). Virology 1963, 21, 390-395.
13. Ball B. V.: Paralysis, [w:] Colin M. E., Ball B. V., Kilani M. (red.): Bee disease
diagnosis. Zaragoza: CIHEAM, 1999. s. 81-89 (Options Méditerranéennes:
Série B. Etudes et Recherches; n. 25).
14. Ball B. V.: Sacbrood, [w:] Colin M. E., Ball B. V., Kilani M. (red.): Bee disease
diagnosis. Zaragoza: CIHEAM, 1999. s. 91-97 (Options Méditerranéennes:
Série B. Etudes et Recherches; n. 25).
15. Ball B. V., Allen M. F.: The prevalence of pathogens in honey bee (Apis mel-
lifera) colonies infested with the parasitic mite Varroa jacobsoni. Ann. Appl.
Biol. 1988, 113, 237-244.
16. Ball B. V., Bailey L.: Viruses, [w:] Morse R. A. Flottum K. (red.): Honey Bee
Pests, Predators and Diseases., A.I. Root Co., Medina 1997, s. 11-31.
17. Ball B. V., Bailey L.: Viruses of honey bees, [w:] Adams J. R., Bonami J. R.
(red.): Atlas of Invertebrate Viruses. CRC Press, Boca Raton 1991, s. 525-551.
18. Ball B. V., Overton H. A., Buck K. W., Bailey L., Perry J. N.: Relationships
between the multiplication of chronic bee-paralysis virus and its associate
particle. J. Gen. Virol. 1985, 66, 1423-1429.
19. Blanchard P., Guillot S., Antùnez K., Köglberger H., Kryger P, de Miranda
J. R., Franco S., Chauzat M. P., Thiéry R., Ribière M.: Development and
validation of a real-time two-step RT-qPCR TaqMan(®) assay for quantitation
of Sacbrood virus (SBV) and its application to a eld survey of symptomatic
honey bee colonies. J. Virol. Methods. 2014, 197, 7-13.
20. Blanchard P., Ribière M., Celle O., Lallemand P., Schurr F., Olivier V., Iscache
A. L., Faucon J. P.: Evaluation of a real-time two-step RT-PCR assay for
quantication of Chronic bee paralysis virus (CBPV) genome in experimen-
tally-infected bee tissues and in life stages of a symptomatic colony. J. Virol.
Methods 2007, 141, 7-13.
21. Blanchard P., Schurr F., Olivier V., Celle O., Antùnez K., Bakonyi T., Berthoud H.,
Haubruge E., Higes M., Kasprzak S., Koeglberger H., Kryger P., Thiéry R.,
Ribière M.: Phylogenetic analysis of the RNA-dependent RNA polymerase
(RdRp) and a predicted structural protein (pSP) of the Chronic bee paralysis
virus (CBPV) isolated from various geographic regions. Virus Res. 2009,
144, 334-338.
22. Celle O., Blanchard P., Olivier V., Schurr F., Cougoule N., Faucon J.-P.,
Ribière M.: Detection of Chronic bee paralysis virus (CBPV) genome and
its replicative RNA form in various hosts and possible ways of spread. Virus
Res. 2008, 133, 280-284.
23. Cox-Foster D. L., Conlan S., Holmes E. C., Palacios G., Evans J. D., Moran N. A.,
Quan P. L., Briese T., Hornig M., Geiser D. M., Martinson V., Vanengelsdorp D.,
Kalkstein A. L., Drysdale A., Hui J., Zhai J., Cui L., Hutchison S. K., Simons
J. F., Egholm M., Pettis J. S., Lipkin W. I.: A metagenomic survey of microbes
in honey bee colony collapse disorder. Science 2007, 318, 283-287.
24. Eyer M., Chen Y. P., Schäfer M. O., Pettis J. S., Neumann P.: Honey bee
sacbrood virus infects adult small hive beetles, Aethina tumida (Coleoptera:
Nitidulidae). J. Apic. Res. 2009, 48, 296-297.
25. Ghosh R. C., Ball B. V., Willcocks M. M., Carter M. J.: The nucleotide sequence
of sacbrood virus of the honey bee: an insect picorna-like virus. J. Gen. Virol.
1999, 80, 1541-1549.
26. Glover R. H., Adams I. P., Budge G., Wilkins S., Boonham N.: Detection
of honey bee (Apis mellifera) viruses with an oligonucleotide microarray.
J. Invert. Pathol. 2011, 107, 216-219.
27. Grabensteiner E., Ritter W., Carter M. J., Davison S., Pechhacker H.,
Kolodziejek J., Boecking O., Derakhshifar I., Moosbeckhofer R., Licek E.,
Nowotny N.: Sacbrood virus of the honeybee (Apis mellifera): rapid identi-
cation and phylogenetic analysis using reverse transcription-PCR. Clin. Diagn.
Lab. Immunol. 2001, 1, 93-104.
28. Horvath J. R., Rothenbuhler W. C.: The gross and histological pathology of
hairless- black syndrome in the adult honey bee, Apis mellifera. J. Invert.
Pathol. 1972, 20, 255-263.
29. Imms A. D.: Report on a disease of bees in the Isle of Wight. J. Board Agric.
Fisher. 1907, 14, 129-140.
30. Kukielka D., Sánchez-Vizcaíno J. M.: One-step real-time quantitative PCR
assays for the detection and eld study of Sacbrood honeybee and Acute bee
paralysis viruses. J. Virol. Methods 2009, 161 (2), 240-246.
31. Locke B., Forsgren E., de Miranda J. R.: Increased Tolerance and Resistance
to Virus Infections: A Possible Factor in the Survival of Varroa destructor-Re-
sistant Honey Bees (Apis mellifera). PLoS ONE 9(6): e99998. doi:10.1371/
journal.pone.0099998
32. Maori E., Paldi N., Shar S., Kalev H., Tsur E., Glick E., Sela I.: IAPV, a bee-
-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by
dsRNA ingestion. Insect Mol. Biol. 2009, 18, 55-60.
33. Mingxiao M., Ming L., Jian C., Song Y., Shude W., Pengfei L.: Molecular and
Biological Characterization of Chinese Sacbrood Virus LN Isolate. Comp.
Funct. Genomics 2011, http://dx.doi.org/10.1155/2011/409386
34. Mouret C., Lambert O., Piroux M., Beaudeau F., Provost B., Benet P., Colin
M. E., L’Hostis M.: Prevalence of 12 infectious agents in eld colonies of 18
apiaries in western France. Revue Méd. Vét. 2013, 12, 577-582.
35. Newman J. F. E., Brown F., Bailey L., Gibbs A. J.: Some Physico-chemical
Properties of Two Honey-bee Picornaviruses. J. Gen. Virol. 1973, 19, 405-409.
36. Olivier V., Blanchard P., Chaouch S., Lallemand P., Schurr F., Celle O.,
Dubois E., Tordo N., Thiéry R., Houlgatte R., et al.: Molecular characterization
and phylogenetic analysis of Chronic bee paralysis virus, a honey bee virus.
Virus Res. 2008, 132, 59-68.
37. Overton H. A., Buck K. W., Bailey L., Ball B. V.: Relationships between
the RNA Components of Chronic Bee-Paralysis Virus and those of Chronic
Bee-Paralysis Virus Associate. J. Gen Virol. 1982, 63, 171-179.
38. Pohorecka K., Bober A., Skubida M., Zdańska D.: Epizootic status of apiaries
with massive losses of bee colonies (2008-2009). J. Apic. Sci. 2011, 55 (1),
137-150.
39. Ribière M., Ball B., Aubert M.: Natural history and geographical distribution
of honey bee viruses, [w:] Aubert M., Ball B., Fries I., Moritz R. F., Milani N.,
Bernardinelli I. (red.): Virology and the Honey Bee. European Commission,
Bruksela 2008, s. 15-84.
40. Ribière M., Blanchard P., Schurr F., Celle O., Faucon J.-P.: Chronic bee
paralysis virus: dissemination in honey bee colonies and diagnosis. Proc. 41th
Apimondia International Apicultural Congress., France, Montpellier 15-20
September 2009.
41. Ribière M., Chaouch S., Lallemand P., Schurr F., Faucon J. P., Aubert M.:
Asymptomatic contamination of adult honey bee by the chronic bee paralysis
virus (CBPV). Viral load relative quantication assay by real time-PCR, [w]:
Bernardinelli I., Milani N. (red.): Proc. First Europ. Conf. Apidology, EurBee,
Udine, Italy 2004, s. 94-95.
42. Ribière M., Faucon J. P., Pépin M.: Detection of chronic bee paralysis virus
infection: application to a eld survey. Apidologie 2000, 31, 567-577.
43. Ribière M., Lallemand P. , Iscache A. L., Schurr F. , Celle O., Blanchard P.,
Olivier V. , Faucon J. P.: Spread of Infectious Chronic Bee Paralysis Virus
by Honeybee (Apis mellifera L.) Feces. Appl. Environ. Microbiol. 2007, 73,
7711-7716.
44. Ribière M., Triboulot C., Mathieu L., Aurières C., Faucon J. P., Pépin M.:
Molecular diagnosis of chronic bee paralysis virus infection. Apidologie 2002,
33, 339-351.
45. Tentcheva D., Gauthier L., Zappulla N., Dainat B., Cousserans F., Colin M. E.,
Bergoin M.: Prevalence and seasonal variations of six bee viruses in Apis
mellifera L. and Varroa destructor mite populations in France. Appl. Environ.
Microbiol. 2004, 7185-7191.
46. Topolska G., Krzyżańska K., Hartwig A., Gajda A.: The investigation of bee
virus infections in Poland. Annals of Warsaw University of Life Sciences
2009, 46, 125-133.
47. White G. F.: Sacbrood. U. S. Dep. Agric. Bull. 1917, 431, 1-12.
48. Williams D. L.: A veterinary Approach to the European Honey Bee (Apis
mellifera). Vet. J. 2000, 160, 61-73.
Adres autora: lek. wet. Urszula Grzęda, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 War-
szawa; e-mail: urszula_grzeda@sggw.pl
... There are important diseases that can affect both sealed and unsealed brood. They are caused by bacteria, fungi, parasites, pesticides or viruses [11]. European Foulbrood (EFB) and American Foulbrood (AFB) are major bacterial diseases, economically important in honeybees worldwide, and highly infectious. ...
Article
Full-text available
Insect pollination is of great importance to crop production worldwide and honey bees are amongst its chief facilitators. Because of the decline of managed colonies, the use of sensor technology is growing in popularity and it is of interest to develop new methods which can more accurately and less invasively assess honey bee colony status. Our approach is to use accelerometers to measure vibrations in order to provide information on colony activity and development. The accelerometers provide amplitude and frequency information which is recorded every three minutes and analysed for night time only. Vibrational data were validated by comparison to visual inspection data, particularly the brood development. We show a strong correlation between vibrational amplitude data and the brood cycle in the vicinity of the sensor. We have further explored the minimum data that is required, when frequency information is also included, to accurately predict the current point in the brood cycle. Such a technique should enable beekeepers to reduce the frequency with which visual inspections are required, reducing the stress this places on the colony and saving the beekeeper time.
Article
Full-text available
The honey bee ectoparasitic mite, Varroa destructor, has a world-wide distribution and inflicts more damage than all other known apicultural diseases. However, Varroa-induced colony mortality is more accurately a result of secondary virus infections vectored by the mite. This means that honey bee resistance to Varroa may include resistance or tolerance to virus infections. The aim of this study was to see if this is the case for a unique population of mite-resistant (MR) European honey bees on the island of Gotland, Sweden. This population has survived uncontrolled mite infestation for over a decade, developing specific mite-related resistance traits to do so. Using RT-qPCR techniques, we monitored late season virus infections, Varroa mite infestation and honey bee colony population dynamics in the Gotland MR population and compared this to mite-susceptible (MS) colonies in a close by apiary. From summer to autumn the deformed wing virus (DWV) titres increased similarly between the MR and MS populations, while the black queen cell virus (BQCV) and sacbrood virus (SBV) titres decreased substantially in the MR population compared to the MS population by several orders of magnitude. The MR colonies all survived the following winter with high mite infestation, high DWV infection, small colony size and low proportions of autumn brood, while the MS colonies all perished. Possible explanations for these changes in virus titres and their relevance to Varroa resistance and colony winter survival are discussed.
Article
Full-text available
In 2008 and 2009, winter bee colony mortality in apiaries showed losses which ranged from 30% to 100%. Analyses of tests results obtained from 1000 colonies (from 142 apiaries) were performed to determine the impact of pathogens on the winter bee colony mortality in apiaries. Relationships between individual pathogens were also determined. Dead bees were sampled separately from an average of 7 colonies in each apiary, and the presence of V. destructor, Nosema spp. and viruses: ABPV, CBPV, IAPV, DWV was detected. Co-infection with 3 or 4 pathogens was detected in over 60% of bee colonies. Infestation of V. destructor was found in 88.7% of the colonies while infection of deformed wing virus (DWV) in 76%. A similar number of colonies (74%) were infected with Nosema spp. parasites. Acute bee paralysis virus (ABPV) was detected in 35% of the examined colonies and chronic bee paralysis virus (CBPV) was found in only 7,8% of the colonies. The level of Varroa destructor and Nosema spp. infestation was high (averaged 192 mites per sample and 18 million Nosema spores per bee). Severe colony losses in examined apiaries could be attributed to the wide prevalence of V. destructor with DWV and ABPV infections, and/or Nosema spp. infestation. Losses can also be attributed to the co-occurrence of these pathogens in bee colonies and their total negative impact on the bees.
Article
Full-text available
Acute bee paralysis and sacbrood viruses, which multiply in the honey bee have some properties similar to those of the mammalian picornaviruses. Both bee viruses infect their host via the alimentary canal and are neurotropic in adult bees, and differ fundamentally in their ecology and pathology. The two viruses also resemble the mammalian picornaviruses in some physico chemical properties. For example, they are isometric particles 28 nm in diameter, have sedimentation coefficients of 160 S and are resistant to ether. Lee & Furgala provided chemical evidence that sacbrood virus contains RNA. In this paper the authors describe other physico chemical properties of the two viruses and compare these with those of the mammalian picornaviruses.
Article
A one-year survey of twelve infectious agents identified in honey bees (Paenibacillus larvae, Melissococcus plutonius, Nosema apis, Nosema ceranae, Acute Bee Paralysis Virus, Black Queen Cell Virus, Chronic Bee Paralysis Virus, Deformed Wing Virus, Israeli Acute Paralysis Virus, Kashmir Bee Virus, Sacbrood Bee Virus and Varroa destructor Virus 1) was performed in western France in 2009. During inspection, adult bee samples were collected four times a year from five colonies, in 18 apiaries. Sample contents were described and quantified by quantitative PCR methods. A high prevalence of the infectious agents studied was found both in terms of colonies and of apiaries, as well as very frequent co-infections within the same colony/apiary. These findings indicate a frequent infection of the apiaries and the colonies by most of the agents, and support the involvement of other weakening stressors in the disease outbreak.
Article
Sacbrood virus (SBV) is the causal agent of a disease of honey bee larvae, resulting in failure to pupate and causing death. The typical clinical symptom of SBV is an accumulation of SBV-rich fluid in swollen sub-cuticular pouches, forming the characteristic fluid-filled sac that gives its name to the disease. Outbreaks of the disease have been reported in different countries, affecting the development of the brood and causing losses in honey bee colonies. Today, few data are available on the SBV viral load in the case of overt disease in larvae, or for the behavioural changes of SBV-infected adult bees. A two-step real-time RT-PCR assay, based on TaqMan® technology using a fluorescent probe (FAM-TAMRA) was therefore developed to quantify Sacbrood virus in larvae, pupae and adult bees from symptomatic apiaries. This assay was first validated according to the recent XP-U47-600 standard issued by the French Standards Institute, where the reliability and the repeatability of the results and the performance of the assay were confirmed. The performance of the qPCR assay was validated over the 6 log range of the standard curve (i.e. from 10(2) to 10(8) copies per well) with a measurement uncertainty evaluated at 0.11 log10. The detection and quantitation limits were established respectively at 50 copies and 100 copies of SBV genome, for a template volume of 5μl of cDNA. The RT-qPCR assay was applied during a French SBV outbreak in 2012 where larvae with typical SBV signs were collected, along with individuals without clinical signs. The SBV quantitation revealed that, in symptomatic larvae, the virus load was significantly higher than in samples without clinical signs. Combining quantitation with clinical data, a threshold of SBV viral load related to an overt disease was proposed (10(10) SBV genome copies per individual).
Article
Twenty diseased and 17 control bees were studied grossly and histologically with respect to pathological manifestations of an adult bee disease (tentatively called hairless-black syndrome), which has not been clearly distinguished in the literature from several other diseases of adult bees. In a diseased bee as compared with a control, the abdomen was abnormally distended by an accumulation of unusually aqueous feces; the midgut was often white and translucent instead of brown; the lumen of the small intestinal portion of the hindgut contained an increased amount of basophilic material, probably intestinal flora; the wall of the small intestine had large lesions and necrotic appearing areas in about half of the cases; the cytoplasm of the small intestinal epithelial cells consistently contained small, spherical, basophilic granules; and finally the neuropile of most thoracic and abdominal ganglia were surrounded by extremely small basophilic granules. It is concluded that hairless-black syndrome is different from both chronic and acute bee paralysis, but may be the same as “Mal Nero” in Italy and is probably the same disease as that described from Great Britain by Morison under the name “bee paralysis”.
Article
Chronic bee paralysis virus (CBPV) is responsible for chronic paralysis, an infectious and contagious disease of adult honey bees (Apis mellifera L.). The full-length nucleotide sequences of the two major RNAs of CBPV have previously been characterized. The Orf3 of RNA1 has shown significant similarities to the RNA-dependent RNA polymerase (RdRp) of positive single-stranded RNA viruses, whereas the Orf3 of RNA2 encodes a putative structural protein (pSP). In the present study, honey bees originating from 9 different countries (Austria, Poland, Hungary, Spain, Belgium, Denmark, Switzerland, Uruguay and France) were analysed for the presence of CBPV genome. The complete genomic nucleotide sequence of the RdRp (1947 bp) and of the pSP (543 bp) from 24 honey bee positive samples was determined and the phylogenetic relationship among isolates was investigated. Four distinct genotypes of CBPV were observed.