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A small nucleolar RNA:ribozyme hybrid cleaves a nucleolar RNA target in vivo with near-perfect efficiency.

Department of Biochemistry and Molecular Biology, University of Massachusetts, Amherst, MA 01003, USA.
Proceedings of the National Academy of Sciences (Impact Factor: 9.81). 07/1999; 96(12):6609-14. DOI: 10.1073/pnas.96.12.6609
Source: PubMed

ABSTRACT A hammerhead ribozyme has been localized to the yeast nucleolus by using the U3 small nucleolar RNA as a carrier. The hybrid small nucleolar RNA:ribozyme, designated a "snorbozyme," is metabolically stable and cleaves a target U3 RNA with nearly 100% efficiency in vivo. This is the most efficient in vivo cleavage reported for a trans-acting ribozyme. A key advantage of the model substrate featured is that a stable, trimmed cleavage product accumulates. This property allows accurate kinetic measurements of authentic cleavage in vivo. The system offers new avenues for developing effective ribozymes for research and therapeutic applications.

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Available from: Dmitry Samarsky, May 16, 2014
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  • Science 09/1999; 285(5434):1685-1685. DOI:10.1126/science.285.5434.1685 · 31.48 Impact Factor
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    01/2015; 7. DOI:10.1016/j.cois.2014.12.009
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    ABSTRACT: La mayor parte de los virus de plantas tienen como material genético RNA (por lo que abreviadamente se les denomina ribovirus) de simple cadena. Una manera de contrarrestar sus efectos patogénicos sería disponer de ribonucleasas (RNasas) que catalizaran la degradación específica de estos RNAs sin afectar a los de la célula huésped donde se replican y acumulan. La evolución ha diseñado una estrategia de esta naturaleza, aunque en un contexto distinto. Las bacterias codifican las llamadas enzimas de restricción, que les permiten defenderse de la invasión por ciertos virus (bacteriófagos, o simplemente fagos) cuyo material genético está compuesto de DNA bicatenario. Estas enzimas son desoxiribonucleasas (DNasas) y operan reconociendo motivos de cuatro o más nucleótidos consecutivos presentes en el DNA del fago, que es así degradado selectivamente (a esto hace referencia el calificativo “de restricción”). Aunque las bacterias son también invadidas por fagos de RNA, por razones que ignoramos no han desarrollado RNasas de restricción, enzimas que tampoco han sido descritas en organismos eucarióticos. La evolución ha dotado a estos últimos con estrategias alternativas: el sistema inmunitario en vertebrados superiores (cuyos efectores específicos son proteínas) que sirve de barrera defensiva frente a virus y otros agentes exógenos, y el recientemente descubierto sistema denominado “RNA de interferencia” (cuyos efectores específicos son pequeños RNAs) que en animales, y particularmente en plantas, también desempeña un papel defensivo frente a virus (además de otras funciones). Como se verá en el capítulo siguiente, un componente clave del sistema de “RNA de interferencia” es el complejo RISC (de RNA-induced silencing complex) que en cierto modo actúa como una RNasa de restricción, si bien con un mecanismo molecular muy distinto al de las DNasas de restricción bacterianas. Así pues, las RNasas de restricción (empleando este término en sentido laxo, puesto que no existen enzimas de esta clase en sentido estricto) vendrían a ser en cierto modo unas “balas mágicas” porque, convenientemente manipuladas, permitirían la degradación selectiva de RNAs patogénicos, entre los que destacan los RNAs de virus (y viroides). Los viroides causan enfermedades en plantas similares a las inducidas por los virus, pero son estructural, funcional y evolutivamente distintos. Estos patógenos están exclusivamente compuestos por un pequeño RNA circular y son por lo tanto posibles dianas de RNasas de restricción, sobre todo considerando que no codifican proteína alguna por lo que carecen de una cápsida proteica que proteja su genoma (Diener, 2003; Tabler and Tsagris, 2004; Flores et al. 2005a; Flores et al. 2005b). Además, ciertos viroides convenientemente manipulados pueden ser una fuente de RNasas de restricción. Para comprender este último punto es necesario describir cómo se replican estos RNAs.
    Herramientas Biotecnológicas en Fitopatología, Edited by V. Pallas, P. Rodríguez-Palenzuela, C. Escobar, J.F. Marcos, 01/2007: chapter 22: pages 407-420; Mundi-Prensa-SEF., ISBN: 84-8476-319-6